Ahmed Seid, Eshetu: Wirkungen des Rhizobakteriums Bacillus subtilis auf den Befall von Tomatenpflanzen durch Wurzelgallen- (Meloidogyne spp.) und Wurzelläsions-Nematoden (Pratylenchus spp.)

Kapitel 2. Literaturübersicht

2.1. Bedeutung der Wurzelgallennematoden Meloidogyne spp. und Wurzelläsions-nematoden Pratylenchus spp.

Wurzelgallennematoden - Meloidogyne spp.

Wurzelgallennematoden wurden zum ersten Mal von Berkeley (1855) an Gewächshausgurken beschrieben. Wurzelgallennematoden sind obligate, sedentäre Wurzelparasiten. Sie gelten als die weltweit verbreitetsten pflanzenparasitären Nematoden. Bis heute sind etwa 80 verschiedene Arten der Gattung Meloidogyne bekannt (Sturhan, 1995). Die häufigsten sind M. incognita, M. arenaria, M. javanica und M. hapla. Dabei treten die drei erst genannten Arten hauptsächlich in den Tropen und Subtropen im Freiland und M. hapla in gemäßigten Klimaregionen auf. In Mitteleuropa richten sie große Schäden an Gewächshauskulturen an. Es existieren 4 Rassen von M. incognita, jeweils 2 von M. arenaria und javanica. Die vier Meloidogyne-Arten sind polyphag. Das Wirtspflanzenspektrum dieser Arten umfaßt über 2000 Pflanzenarten. Wurzelgallennematoden haben mehrere Generationen innerhalb einer Vegetationsperiode, weshalb sie eine hohe Populationsdynamik aufweisen.

Ihre Vermehrung wird von Umweltfaktoren wie Temperatur, Feuchtigkeit und Wirtspflanzenart beeinflußt (Decker, 1969; Abrantes & Santos, 1990). Die Temperatur steuert z. B. die Populationsdynamik von Meloidogyne durch Beeinflussung der Entwicklung der Eier (Vrain et al., 1978; Goodell & Ferris, 1989), der Aktivität des 2. Larvenstadiums (L2) im Boden und des Eindringens in die Wurzel (Vrain et al., 1978; Port & Gundy, 1981; Roberts et al., 1981; Roberts, 1987; Goodell & Ferris, 1989). Weiterhin wird das Wachstum, die Entwicklung und die Vermehrung der Larven nachdem sie sich in den Wurzeln niedergelassen haben durch die Temperatur reguliert (Vrain et al., 1978; Roberts et al., 1981; Roberts, 1987).


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Weltweit werden die durchschnittlichen jährlichen Ertragsverluste durch Wurzelgallenälchen auf 8-11% geschätzt (Lucas et al., 1992). Die Ertragsverluste liegen in ”nichtindustrialisierten Ländern“ etwa bei 25-50% (Lucas et al., 1992).

Zum einen können Nematoden durch pathogene Erreger bedingte Schäden durch Erhöhung der Prädisposition der Pflanzen, noch verstärken (Sidhu, 1978). So förderte z. B. M. hapla das durch Rhizoctonia solani verursachte Jungpflanzensterben der Sojabohne sowie M. incognita und den Befall von R. solani an Okra und Tomate (Golden & Gundy, 1975). Ferner wurden synergistische Effekte zwischen Wurzelgallennematoden (M. incognita acrita) und pathogenen Pilzen wie Alternaria tenuis, Fusarium oxysporum f.sp. vasinfectum (Cauquil & Shepherd, 1970; Garber et al. 1979), Glomerella gossypii und Rhizoctonia solani an Baumwolle (Cauquil & Shepherd, 1970), sowie zwischen M. arenaria und Phytophthora cryptogea an Gerbera jamesonii festgestellt (Schlang & Sikora, 1978). Zum anderen kann Meloidogyne die vorhandenen Resistenten von Kulturpflanzen gegenüber bestimmten Erregern aufheben. Die Resistenz von Baumwolle gegen Fusarium oxysporum f.sp. vasinfectum wurde durch gleichzeitigen Befall mit Wurzelgallennematoden (M. incognita) aufgehoben. Nach Bowman & Bloom (1966) wurde die Resistenz von Tomaten ebenfalls gegen die Fusarium-Welke durch einen Meloidogyne incognita-Befall durchbrochen. Sidhu (1978) berichtete über die Aufhebung der Resistenz von Tomate gegen die Verticillium-Welke durch Wurzelgallennematoden. Weiterhin werden auch die negativen Auswirkungen abiotischer Stressfaktoren auf Kulturpflanzen verstärkt. Maggenti & Hardan (1973) stellten einen verstärkt negativen Einfluß von Salinität auf Tomate fest, wenn die Pflanzen mit M. javanica inokuliert waren.

Wechselwirkungen zwischen Wurzelgallennematoden und phytopathogenen Bakterien wurden von vielen Autoren beschrieben (Lucas et al., 1955; Fukudome & Sakasegawa , 1972; Moura et al., 1975). Synergistische Effekte wurden ebenfalls zwischen Wurzelgallennematoden und pathogenen Viren an mehreren Pflanzen festgestellt (Ryder & Crittenden, 1962; Swarup & Goswami, 1969; Khurana et al., 1970; Goswami & Raychaudhuri, 1973). Das Tabakringfleckenvirus (TRSV) und das Tabakmosaikvirus (TMV) können die Wirt-Parasit-Beziehung von M. javanica beeinflussen (Bird, 1969).


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Die Gattung Meloidogyne kann auch in Kombination mit anderen Nematoden wie Rotylenchulus (Singh, 1976; Kheir & Osman, 1977; Khan et al., 1985) oder Pratylenchus (Sikora et al., 1972) an verschiedenen Kulturpflanzen vorkommen.

Die meisten Meloidogyne spp. vermehren sich parthenogenetisch. In der Regel werden Männchen nur bei schlechten Nahrungs- (Triantaphyllou, 1960) oder ungünstigen Klimabedingungen gebildet (Laughlin et al., 1969). Die Temperatur ist ein wichtiger Faktor für die Embryoentwicklung und das Schlüpfen von Meloidogyne spp. (Wallace, 1971; Huang & Pereira 1994). Gundy et al. (1967) ermittelten eine Infektionstüchtigkeit von bis zu 32 Tage alter M. javanica-Larven nach Haltung in vitro. Ein Nachlassen der Infektiösität und Bewegungsaktivität trat bei M. javanica erst ein, wenn 50-60 % des Körperinhaltes verbraucht waren. Wurzelgallennematoden besitzen keine Überdauerungsform wie die meisten Pilze und Bakterien. Trotzdem können die Eier bis zu zwei Jahre im Boden überlebensfähig bleiben (Hassan et al., 1993). Die Matrix von Meloidogyne spp. wird bei zunehmender Austrocknung undurchlässiger für Wasser (Wallace, 1968).

Mit Wurzelgallenälchen befallene Pflanzen zeigen an oberirdischen Pflanzenteilen Wachstumsdepressionen, Welkeerscheinungen - insbesondere während der heißen Stunden des Tages - und Gelbfärbungen der Blätter. Stark befallene Pflanzen können eingehen. Wie der Name Wurzelgallennematoden (root-knot nematodes) besagt, verursacht die Gattung Meloidogyne Gallen (knots) an den Wurzeln anfälliger Pflanzen. Allerdings ist gelegentlich auch eine Gallenbildung durch diese Nematoden an oberirdischen Pflanzenteilen möglich (Steiner et al.; 1934; Steiner, 1940; Golden, 1953; Powell & Moore, 1961; Miller & Edwardo, 1962; Wong & Willets, 1969). Die histologischen Untersuchungen von Wong und Willetts (1969) und Wong (1964) an Tomaten und Bohnen zeigten, daß keine Unterschiede bezüglich der Art, der Anzahl und des Ursprungsgewebes zwischen den Riesenzellen in den Wurzeln und denen in den oberirdischen Teilen festgestellt werden konnten.

Wurzelläsionsnematoden - Pratylenchus spp.

Bis heute sind etwa 46 Arten beschrieben (Hooper & Eans, 1993). Die Hauptarten sind P. brachyrus, P. coffeae, P. fallax, P. goodeyi, P. loosi, P. neglectus, P. penetrans, P. thornei, P.


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vulvus, und P. zeae (Hooper & Eans, 1993). Die Gattung Pratylenchus ist weltweit verbreitet und hat eine wandernde, endoparasitische Lebensweise. Pratylenchus-Nematoden verursachen große Schäden an vielen Kulturpflanzen, insbesondere an Baumschulkulturen. Viele Erscheinungen, die landläufig als ”Bodenmüdigkeit“ bezeichnet werden, gehen ursächlich mit auf diese Nematodenarten zurück (Decker, 1960). Die Wurzeln der befallenen Pflanzen zeigen braune bis schwarze nekrotische Stellen (Läsionen).

Die Gattung Pratylenchus hat vier Larvenstadien; die Adulten einiger Arten vermehren sich parthenogenetisch und andere amphimiktisch (Potter & Olthof, 1993). Sie können als Larven und erwachsene Tiere die Wurzeln befallen, d.h. wie bei den Wurzelgallennematoden gibt es kein sogenanntes Infektionsstadium. Allerdings scheinen die Larven des 4. Stadiums aktiver zu sein als jüngere Stadien.

Umweltfaktoren wie Temperatur (Mamiya; 1971), Wirtspflanze, Feuchtigkeit usw. haben großen Einfluß auf die Entwicklung der Nematoden und den Befall an Kulturpflanzen. Der Gesamtentwicklungszyklus vom Ei über die Larvenstadien und das geschlechtsreife Tier bis hin zur Eiablage dauert unter gemäßigten Klimaverhältnissen in Abhängigkeit von den Umweltbedingungen etwa 6 bis 8 Wochen (Decker, 1969). Die Bewegung von P. penetrans im Boden und das Eindringen in die Wirtspflanzenwurzel ist am größten, wenn die Feuchtigkeit des Substrates ihre Feldkapazität erreicht hat (Townshend & Webber, 1971; Townshend, 1972). Mit P. penetrans infizierte Pflanzen brauchen weniger Wasser pro Tag als nicht infizierte Pflanzen (Townshend & Marks, 1976).

Pratylenchus spp. gehen Interaktionen mit anderen Mikroorganismen wie phytopathogenen Pilzen, Bakterien und Nematoden ein. Die Beziehungen von Pratylenchus mit anderen Organismen können unterschiedlich ausfallen (positiv, negativ und neutral).

Synergistische Wirkungen wurden bei vielen Pflanzenkrankheitserregern und wandernden Wurzelläsionsnematoden nachgewiesen (McKeen & Mountain, 1960; Mountain & McKeen, 1960; Faulkner & Skotland, 1965; Faulkner & Bolander, 1969; Santo & Holtzmann, 1970; Martin et al., 1982; Kotcon et al., 1985; Rowe et al., 1985; Jordaan et al., 1987; Francl et al., 1988; MacGuidwin & Rouse, 1990; Bowers et al., 1996; Saeed et al., 1997a, 1997b) wie z. B. zwischen Verticillium dahliae und P. minyus bzw. P. penetrans


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(Rowe et al., 1985), obwohl die Erreger an zwei getrennten Wurzelteilen (”Split-root-system“) inokuliert wurden (Faulkner et al., 1970). Eine Interaktion von P. minyus mit Rhizoctonia solani bei Weizen (Mountain, 1954) und P. penetrans mit Trichoderma viride führte zur stärkeren Reduktion von Wurzel- und Sproßwachstum an Alfalfa (Medicago sativa) und Sellerie [Apium graveolens] (Edmunds & Mai, 1966). Die genauen Mechanismen bei der Veränderung der Prädisposition der Kulturpflanze durch einen primären Nematodenbefall zu anderen Pathogenen sind noch nicht geklärt. Nach Pitcher (1965) ist es eine Verschiebung in der Wirt-Pathogen-Bilanz, bedingt durch Verbesserung des Nährstoffangebots für die Pilze. Bergeson (1972) sprach von der Veränderung des Wirtsstatus zu Pathogenen (”Making a poor host a good host“).

Die mit P. penetrans befallenen Stellen der Wurzeln werden durch die Wirkung der Enzyme und Toxine sowie das Saugen der Nematoden zerstört (nekrotisiert). Befallene Pflanzen zeigen an oberirdischen Teilen Wachstumsdepressionen und werden schließlich gelb. Die Folge sind Ertragsdepressionen bis hin zum Absterben der Pflanze.

2.2. Bekämpfung phytopathogener Nematoden durch Einsatz antagonistischer Mikroorganismen

Im Boden leben viele verschiedene Mikroorganismen. Rhizosphärenmikroorganismen befinden sich in ständigen Wechselwirkungen untereinander und mit den Pflanzenwurzeln. Nach Mankau (1980a) sind folgende Eigenschaften für einen wirksamen Antagonisten erwünscht:

Als Antagonisten von Nematoden kommen Bakterien, Pilze, Viren, Rikettsien und Prädatoren wie Milben, Collembolen (Jatala, 1986) und Nematoden (Mankau, 1980b) vor.


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Einsatz von Pilzen

Nematophage Pilze sind als erstes von Zopf (1888) und von anderen Autoren (Drechsler, 1941; Duddington, 1955; Pramer, 1964; Soprunov, 1966) beschrieben worden. Im Gegensatz zu anderen Antagonisten sind nematophage Pilze verbreiteter und besser untersucht (Dowe, 1987). Bis heute kennt man etwa 160 Pilzarten als Feinde von Nematoden (Krieg & Franz, 1989). Für die ausführliche Darstellungen von pilzlichen Antagonisten sei hier auf die Arbeiten von Dowe (1987) verwiesen.

Nematodenfangende Pilze

Die räuberischen Pilzarten haben eine saprophytische Lebensweise in ihrem Substrat. Sie besitzen klebrige Hyphen oder bilden bei Anwesenheit von Nematoden bzw. durch andere Reize ausgelöst, spezielle Fangorgane, mit denen sie ihre Beute fangen (Dowe, 1987). Diese wird dann durch ausgeschiedene Nematizide getötet. Bei Arthrobotrys oligospora und A. conoides wurde beispielsweise Linolsäure als Nematizid festgestellt (Anke et al., 1995). Von Nematoctonus robustus und N. concurrens wurden Pleurotin, Dihydropleurotinsäure und Leukopleurotin als Nematizide isoliert (Anke et al., 1995). Anschließend wachsen Ernährungshyphen in den Körper hinein. Nach Balan & Gerber (1972) erfolgt die schnelle Abtötung der gefangengehaltenen Nematoden beispielsweise bei A. dactyloides durch Ammoniak, das vom Pilz gebildet wird. Außerdem locken Pilze ihre Beute durch bestimmte Ausscheidungen an. Allerdings scheint diese Anlockwirkung von dem Grad der saprophytischen Lebensweise des Pilzes abzuhängen (Jansson & Nordbring-Hertz, 1980b). Die Fangorganbildung wird von verschiedenen Substanzen bzw. Reizen ausgelöst wie von lebenden Nematoden oder Nematodenextrakten (Galsky et al., 1974; Monoson et al., 1974; Kerry & Crump, 1977). Solche Substanzen, die die Bildung von Fangorganen induzieren, werden als Nemin bezeichnet. Nemin sind Polypeptide oder Aminosäuren (Galsky et al., 1974). Allerdings hält Nordbring-Hertz (1977) Peptide und Aminosäuren nur zum Teil dafür verantwortlich und stellt fest, daß weitere flüchtige Substanzen oder direkte Kontakte der Nematoden mit den Hyphen daran beteiligt sein müssen.

Kerry et al. (1980) bewiesen die Bedeutung der Pilze als Antagonisten gegen Nematoden indirekt durch die Behandlung des Bodens mit Formalin. In den behandelten Parzellen stellten die Autoren eine Vermehrung der Nematoden (Heterodera avenae) fest, die sie mit der


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Vernichtung der räuberischen Pilze erklärten. Mit nematophagen Pilzen wie Arthrobotrys oligospora und Monacrosporium cionopagum liegen sehr beachtliche Untersuchungen über die Bekämpfung von M. hapla und M. incognita vor (Jansson & Nordbring-Hertz, 1980a; Blender & Jansen, 1994). Al-Hazmi et al. (1982) erreichten durch die Applikation von A. conoides eine Meloidogyne-Befallsreduktion um 84% an Zea mays unter Gewächshausbedingungen. Der Einsatz von A. tortor unterdrückte den Meloidogyne-Befall um 84-90% in Steinwolle und Erdsubstrat (Jawich & Bochow, 1989). A. irregularis war effektiv gegen Meloidogyne spp. (Cayrol, 1983). Jacobs (1997) erzielte auch eine Befallsminderung durch Einsatz von A. superba im Gewächshaus. Raubpilzpräparate, wie ”Royal 300“, das aus dem nematodenfangenden Pilz A. robusta besteht und gegen Ditylenchus myceliophagus in der Champignonzucht angewendet wird (Cayrol et al., 1978) sowie ”Royal 350“ (A. irregularis), das gegen Meloidogyne spp. an Tomate eingesetzt wird (Cayrol & Frankowski, 1979), wurden bereits kommerziell in Frankreich hergestellt. Mittlerweile ist ihre Produktion eingestellt, da ihre Wirksamkeit nicht ausreichend war (Hoffmann-Hergarten, 1995).

Die leichte Vermehrbarkeit auf synthetischen Nährmedien, niedrige Nährstoffansprüche und geringe Empfindlichkeit gegen fungistatische Wirkungen zeichnen die räuberischen Pilzen aus. Die Unspezifizität der Beuteauswahl und die kurze Dauer der Fangaktivität der Pilze sind auf der anderen Seite für den Einsatz in der biologischen Bekämpfung einschränkende Faktoren (Mankau, 1980b; Jatala, 1986; Stirling, 1991).

Endoparasiten - Ei- und Weibchenparasiten

Bei Endoparasiten erfolgt der Entwicklungszyklus der Pilze (mit Ausnahme der Sporenbildung) im Körper des Wirtes. Die Infektion erfolgt percutan. In einzelnen Fällen besteht eine sehr enge Wirt-Parasit-Beziehung. Diese Pilzarten sind teilweise wirtsartspezifisch.

Nematophthora gynophila wirkt als Endoparasit gegen Weibchen von Heterodera avenae (Lysek, 1987). Paecilomyces lilacinus und Verticillium chlamydosporium bewirkten eine Unterdrückung des Meloidogyne-Befalls (Gaspard et al., 1990; Siddiqui & Mahmood, 1992, 1993a). Cabanillas et al. (1988) berichteten über die Verhinderung bzw. starke Verminderung der Anzahl der Gallen und Riesenzellenbildung durch Einsatz von


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Paecilomyces lilacinus. Zaki & Maqbool (1990) sprachen über eine effektivere Wirkung von Paecilomyces lilacinus durch Kombination mit Pasteuria penetrans zur Unterdrückung des Meloidogyne-Befalls und der Verbesserung des Pflanzenwachstums (um 230% mehr bei Aubergine).

Mehrere obligate Parasiten, endoparasitische Pilze (Jansson et al., 1987) und Weibchenparasiten (Kerry, 1980) sind wirksam gegen pflanzenparasitäre Nematoden. Jedoch ist ihr Einsatz im großen Maßstab wegen Schwierigkeiten bei der Massenvermehrung durch eine teilweise hohe Wirtsspezifität eingeschränkt.

Endophytische und andere Pilze

Pilzliche Endophyten und andere Pilze wie Trichoderma harzianum, T. koningii und Gliochladium virens zeigten sich effektiv bei der Bekämpfung von M. javanica (Parveen et al., 1993). Nach Zuckerman et al. (1994) verminderte ein Isolat von Aspergillus niger (PD-42) die Intensität der Vergallung durch M. incognita an Tomate und Paprika sowohl im Gewächshaus als auch im Freiland. Weiterhin reduzierte dieses Isolat die Populationen von Rotylenchulus reniformis im Freiland. Als Nematizidkomponente der Kulturfiltrate von Aspergillus niger sind Zitronensäure, Oxalsäure und nicht näher bestimmte Moleküle, die ein Molekulargewicht von mehr als 8000 haben, genannt (Zuckerman et al., 1994).

Die Aktivität und Wirksamkeit antagonistischer Pilze wird durch Nährstoffangebot, Temperatur, Licht und Feuchtigkeit beeinflußt (Belder & Jansen, 1994).

Endophytische Pilze gehen eine sehr enge Beziehung mit der Pflanze ein. Diese Art der Symbiose hat eine Auswirkung auf die Pathogenese verschiedener Wirt-Parasit-Kombinationen, die sich in einer Förderung oder Hemmung manifestiert. Hallmann (1994) testete endophytische Pilze wie Fusarium oxysporum, Chaetomium funicola und Colletotrichum coccodes gegen M. incognita an Tomate. 20% der geprüften Isolate reduzierten die Gallenbildung um bis zu 50%. Die beste Wirkung wurde durch Fusarium oxysporum Isolat 162 erreicht.

Durch Vorinokulation der Kulturpflanze mit vesikulär-arbuskulären Mykorrhizapilzen (VAM) konnte eine nachhaltige Einschränkung der Nematodenpopulation erzielt werden (Schenck et


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al., 1975; Sikora & Schönbeck, 1975; Krishna-Prasad, 1991; Osman et al., 1991). Sikora (1978) berichtete über eine Verlangsamung der Meloidogyne-Entwicklung durch Einsatz von Mykorrhizapilzen an Tomate. Weiterhin konnten Suresh et al. (1985) eine Unterdrückung der Gallenbildung sowie eine Reduzierung der Riesenzellen beobachten. Saleh & Sikora (1984) konnten durch Einsatz von Mykorrhiza (Glomus fasciculatum) eine beachtliche Befallsreduzierung von Meloidogyne spp. erreichen. Cooper & Grandison (1987) erzielten eine deutliche Verminderung der Nematodenanzahl durch Zugabe von VAM zu M. hapla-empfindlichen Tomatensorten. Nach Ahmed & Alsyed (1991) reduzierte G. macrocarpus die Gallenanzahl von M. incognita bei Kuherbse (Vigna sinensis).

Als Wirkungsmechanismen von VAM werden die bessere Nährstoffaufnahme der behandelten Pflanzen, insbesondere von Phosphor (Ahmed & Alsyed, 1991) und Veränderungen der Wurzelexsudate, die weniger anlockend auf Nematoden wirken, diskutiert (Ahmed & Alsyed, 1991). Weiterhin konnte Dugassa-Gubbena (1995) eine höhere Phytohormonproduktion bei behandelten Pflanzen als bei unbehandelten Pflanzen nachweisen. Neuerdings wird auch eine mögliche Induzierung von Resistenz bzw. Verminderung der Prädisposition der Kulturpflanze gegen Krankheitserreger diskutiert (Cooper & Grandison, 1987). Allerdings ist ihr Einsatz im großen Maßstab wegen Schwierigkeiten bei der Massenvermehrung und durch teilweise hohe Wirtsspezifizität eingeschränkt.

Rhizosphärenbakterien

Rhizosphärenbakterien sind Bakterien, die im Bodenraum unter den unmittelbaren biologischen und physiologischen Einflüssen der Wurzel leben. Rhizosphärenbakterien gehen eine ständige Interaktion untereinander und mit den Pflanzenwurzeln ein. Man kann durch gezielte Zufuhr, Steuerung bzw. Förderung Rhizosphärenbakerien zur biologischen Bekämpfung von phytopathogenen Mikroorganismen nutzen. Eine Vielzahl von Bakterien wurde aus Böden, Rhizosphäre, Rhizoplane bzw. auch Phylloplane isoliert und werden gegen pilzliche, bakterielle Krankheitserreger und nicht zuletzt gegen phytopathogene Nematoden erfolgreich eingesetzt. Aus der Gruppe der Bakterien kommen sowohl obligate Parasiten als auch Saprophyten als Antagonisten gegen phytopathogene Nematoden in Frage.


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Das am meisten untersuchte Bakterium gegen phytopathogene Nematoden ist Pasteuria penetrans. Pasteuria penetrans bildet Endosporen und ist ein obligater Parasit gegen viele Gattungen pflanzenparasitärer Nematoden (Sturhan, 1988). Sein Potential gegen Meloidogyne wurde intensiv untersucht (Sayre & Starr, 1985). Durch Applikation von Pasteuria penetrans wurde eine beachtliche signifikante Reduktion der Wurzelgallenälchen erzielt (Mankau, 1973, 1975; Stirling, 1984; Brown et al., 1985; Bird & Brisbane, 1988; Gowen & Ahmed, 1990; Gowen & Tzortzakakis, 1994, Tzortzakakis & Gowen, 1994). Mit den Sporen infizierte Nematoden vermehrten sich nicht (Mankau & Imbriani 1975; Sayre & Wergin, 1977; Stirling & Wachtel, 1980). Der Einsatz von Pasteuria penetrans zeigte eine hohe Wirksamkeit gegen Wurzelgallennematoden bei Gewächshaus- (Dube & Smart, 1987) und Mikroplotversuchen (Stirling, 1984; Brown et al., 1985). Nach Brown & Smart (1985) verhinderte Pasteuria penetrans das Eindringen der Larven von M. incognita. Hervorzuheben sind die guten Ergebnisse von Pasteuria penetrans zur Bekämpfung parasitärer Nematoden in Kombination mit Sonnenbestrahlung im Gewächshaus (Tzortzakakis & Gowen, 1994). Stirling (1981) fand heraus, daß alle Stadien im Ablauf der Infektion von M. javanica durch Pasteuria penetrans bei einer optimalen Temperatur von 22,5-30 °C gefördert wurden. Allerdings ist eine Mindestzahl von 5 Sporen erforderlich, um eine sichere Infektion der Nematoden zu gewährleisten (Stirling, 1984). Außerdem wurde die Fähigkeit des Bakteriums an M. javanica-Larven zu kleben durch eine Lagerung von Pasteuria penetrans über 11 Jahre nicht beeinflußt, jedoch die Infektiösität der Sporen erheblich vermindert (Giannakou et al., 1997). Die Probleme bei der Massenvermehrung durch ihre teilweise hohe Wirtsspezifität machen zur Zeit in der Praxis einen Einsatz im großen Maßstab unmöglich.

Das gram-positive Bakterium Bacillus thuringiensis ist intensiv gegen Insekten untersucht und zum Teil recht erfolgreich eingesetzt worden (Feitelson et al., 1992). Die Nutzung von B. thuringiensis beschränkte sich am Anfang auf Schädlinge aus der Gruppe der Lepidoptera (Lewis et al., 1974). Es sind mehrere Biopräparate auf der Basis von B. thuringiensis auf dem Markt erhältlich. Eine tödliche Wirkung auf pflanzenparasitäre Nematoden wurde durch den Einsatz von B. thuringiensis in vitro beobachtet (Prasad et al., 1972; Ignoffo & Dropkin, 1977). Nach Zuckerman et al. (1993) bewirkte B. thuringiensis (Isolat CR-371) eine statistisch gesicherte Reduktion der Gallen von Wurzelgallennematoden an Tomaten im Gewächshaus. Durch Einsatz von B. thuringiensis gegen M. incognita wurde eine geringere


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Anzahl von Wurzelgallen an behandelten gegenüber unbehandelten Tomaten und Paprika im Feld festgestellt. Die Befallsreduktion war mit leichten Ertragssteigerungen verbunden (Zuckerman et al., 1993). Weiterhin führten B. thuringiensis-Behandlungen zur Populationsreduktion von Rotylenchulus reniformis an Tomate und Paprika und von P. penetrans und R. fragariae an Erdbeeren im Gewächshaus (Zuckerman et al., 1993). Devidas & Rehberger (1992) führten Untersuchungen mit zwei Formulierungen des Exotoxins aus B. thuringiensis (”Thuringiensin“) gegen Wurzelgallenälchen und nicht pathogene Nematoden (Caenorhabditis elegans) durch. Durch direkte Behandlung wurde keine Nematizidwirkung gegen M. incognita, jedoch eine 100%ige Mortalität von C. elegans festgestellt. Allerdings reduzierten die Präparate die Intensität der Vergallung durch M. incognita an Gurke und Tomate im Gewächshaus (Devidas & Rehberger, 1992). Nach Prasad et al. (1972) und Ignoffo & Dropkin (1977) ist ein thermostabiles ß-Exotoxin von B. thuringiensis für die Nematizidwirkung verantwortlich. \|[dgr ]\|-Endotoxine werden auch als potentielle Nematizide gegen pflanzenparasitäre Nemtoden diskutiert (Zuckerman et al., 1993).

Osman et al. (1990) berichten über die erfolgreiche Bekämpfung von M. javanica und Tylenchulus semipenetrans an Tomaten durch Verwendung von zwei B. thuringiensis-Isolaten. Dabei war das Isolat SAS 415 effektiver und hatte die gleiche Wirkung wie Nemacur (Fenamiphos).

Sharma (1996) schrieb über die effektive Reduktion eines M. incognita-Befalls an Gerste im Gewächshaus durch Anwendung von 2 B. thuringiensis-Isolaten. Die Bekämpfungserfolge lagen für B. thuringiensis var. israelensis zwischen 53-65% und für B. thuringiensis var. thuringiensis um 66%.

Zavaleta-Meija & Gundy (1982) führten die ersten Untersuchungen zum Einsatz von Rhizosphärenbakterien gegen pflanzenparasitäre Nematoden durch. Von 244 geprüften Isolaten bewirkten nur 12% eine Unterdrückung des Befalls von M. incognita an Tomate bzw. Gurke. Becker et al. (1988) erzielten mit 20% der eingesetzten Bakterien-Isolate ebenfalls eine Gallenverminderung durch Einsatz von Rhizobakterien. Spiegel et al. (1991) erreichten mit Pseudomonas lychinolitica eine Verminderung des Befalls durch M. javanica. Außerdem konnten Siddiqui & Mahmood (1992) und Siddiqui & Husain (1991) durch den Einsatz von


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Bacillus licheniformis und Pseudomonas mindocina eine erhebliche Verminderung der Nematodenvermehrung erreichen. Die beste Bekämpfung wurde durch Bacillus licheniformis allein (82% Vermehrungsreduktion) erzielt.

Weiterhin konnten Kloepper et al. (1992) Rhizobakterien isolieren, die gegen Wurzelgallenälchen und Zystennematoden wirksam waren. Zystennematoden bzw. Wurzelgallennematoden wurden durch Applikation von Rhizobakterien an verschiedenen Kulturpflanzen wie Kartoffeln, Zuckerrüben, Erdnüssen und Baumwolle unterdrückt (Falke 1984; Oostendrop, 1986a; Racke, 1988; Sikora, 1988; Racke & Sikora, 1992; Sikora & Hoffmann-Hergarten, 1992; Hoffmann-Hergarten, 1994; Hasky-Günther, 1996).

Durch Einsatz des Rhizobakteriums Bacillus subtilis allein und in Kombination mit dem Pilz Paecilomyces lilacinus erreichten Siddiqui & Mahmood (1993a) eine Reduzierung des Nematoden- (M. incognita) und pathogenen Pilzbefalls (Macrophoma phasiolina) an Kicherbsen (Cicer aritinium). Siddiqui & Mahmood (1995) konnten außerdem durch Anwendung von B. subtilis allein und in Kombination mit anderen Nutzorganismen wie Brachyrhizobium japanicum und Glomus fasciculatum über eine Nematodenbefallsreduktion (Heterodera cajani) und auch verringerte Welkeerscheinungen durch Fusarium uldum an Traubenerbse (Cajanus cajan) berichten.

Darüber hinaus schrieben Oka et al. (1993) über die Wirksamkeit von Bacillus cereus gegen Wurzelgallennematoden (M. javanica).

Durch den Einsatz von fluoreszierenden Pseudomonaden gelang Kluepfel et al. (1993) die Bekämpfung von Criconemella xenoplax.

Kloepper et al. (1992) konnten erfolgreich Bakterien mit antagonistischer Wirkung gegen Wurzelgallennematoden aus Boden der Rhizosphäre von resistenten Pflanzen isolieren. Racke & Sikora (1992) konnten durch Anwendung von pflanzengesundheitsfördernden Rhizobakterien (PGFR), Agrobacterium radiobacter und Bacillus sphaericus eine Reduktion der Nematodeneindringung (Globodera pallida) um 41% bei Kartoffel erzielen. Weiterhin wurde die Nematodenvermehrung durch Bacillus sphaericus um 51% gemindert. Die Wirkung beider Rhizobakterien gegen G. pallia wurde sowohl im Gewächshaus als auch im


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Freiland festgestellt. Gokte & Swarup (1988) berichten über eine Larvizidwirkung von Rhizobakterien, darunter auch Bacillus subtilis. Ebenfalls meldeten Sadlers et al. (1995) eine M. incognita-Befallsreduktion durch Anwendung von B. subtilis. Eine Behandlung des Kartoffelpflanzgutes mit einem avirulenten Stamm von Pseudomonas solanacearum führte zur Befallsreduktion von Meloidogyne spp. (McLaughlin, 1990).

Auch Streptomyces costaricus reduzierte den Meloidogyne-Befall im Gewächshaus (Chen et al., 1996).

Bei den Wirkungsmechanismen von Rhizobakterien gegen pflanzenparasitäre Nematoden werden die Verhinderung der Larveneindringung in die Wirtspflanzenwurzel, Nematizidwirkung auf Larven und Eier (Oostendrop & Sikora, 1989, 1990; Oka et al., 1993), Wirkung auf die Bewegung der Nematoden in vitro (Becker et al., 1987, 1988, Stirling, 1991), sowie Induzierung von systemischer Resistenz bei den Wirtspflanzen (Hasky-Günther, 1996) diskutiert. Okra und seine Mitarbeiter (1993) demonstrierten, daß für die Nematizidwirkung von Bacillus cereus der Ammoniak verantwortlich ist. Eine Einsetzung der Larven (L2) in eine Ammoniaklösung (9,3 µg/ml Ammoniak) für 40 h führte zu 95% Mortalität in vitro. Durch eine Zugabe von eiweißhaltigen Zusätzen und Peptiden in den Boden in Verbindung mit den Bakterien konnte eine ähnliche Wirkung erzielt werden. Außer Ammoniak werden auch andere toxische Metaboliten der Bakterien genannt, jedoch ohne sie näher zu beschreiben.

Induzierte Resistenzen bei den Pflanzen werden allerdings nicht nur durch Rhizobakterien, sondern auch durch Chemikalien wie Hydrooxyurea (Glazer & Orion, 1985), avirulente Nematoden (Decker & Dowe, 1989; Ogallo & Mcclure, 1995, 1996) und Mykorrhizapilze (Cooper & Grandison, 1987) ausgelöst.

Einsatz von räuberischen Nematoden

Bereits 1917 machte Cobb auf die Rolle räuberischer Nematoden zur Bekämpfung pflanzenparasitärer Nematoden aufmerksam. Durch den Einsatz von räuberischen Nematoden wie Mononchus aquaticus (Akhtar & Mahmood, 1993), Prionchulus punctatus und Labronema sp. (in Kombination) erzielte Small (1979) eine beachtliche Wirkung gegen M.


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incognita an Capsicum annuum bzw. Lycopersicon esculentum, nicht aber gegen Helicotylenchus dihystera, Hemicycliophora typica und andere Nematodenarten.

Throne (1927) und Webster (1972) kamen zu dem Schluß, daß räuberische Nematoden keine ökonomische Bedeutung bei der Bekämpfung pflanzenparasitärer Nematoden haben. Jones (1974) ging ein Schritt weiter und lehnte sogar Forschungsarbeiten mit solchen Organismen ab, da ihre Wirkung nicht ausreichte.

2.3. Biologie und bisherige Erfahrungen zur Wirkung von Bacillus subtilis als antagonistisches und biologisches Mittel für die Pflanzenstärkung

Biologie

B. subtilis wird zur Abteilung Bacteria, Klasse Schizomycetes, Ordnung Eubacteriales, Familie Bacillaceae, Gattung Bacillus zugeordnet (Müller, 1965; Jacob et al., 1981). B. subtilis wurde erstmals von Ehrenberg (1835) und einige Jahre später von Cohn (1872) beschrieben. Das Bakterium ist peritrich begeißelt, gram-positv, aerob, bildet Sporen und besitzt eine stäbchenförmige Gestalt (Schlegel, 1992). B. subtilis verträgt einen Temperaturbereich von 5 bis 55 °C (Sinclair, 1989), wobei das Optimum bei 25 °C liegt (Gupta & Utkhede, 1986). Der pH-Wert für das Bakterium wird zwischen 4,5 und 8,6 angegeben. Das Optimum liegt bei pH 6-7,5 (Thimann, 1964). Es gibt sowohl saprophytisch lebende als auch pathogene B. subtilis-Isolate.

Unter ungünstigen Umweltbedingungen wie Nährstoffmangel, unzureichender Vitaminversorgung (Doi, 1989) und Anreicherung von Stoffwechselprodukten (Schlegel, 1992) bildet B. subtilis (Sinclair, 1989; Knott et al., 1995) widerstandsfähige Endosporen, resistent gegen Hitze, Trockenheit (Bayliss et al., 1981; Fritsche, 1990) und chemische Substanzen (Schlegel, 1992). Die Aktivierung der Dauersporen von B. subtilis kann durch eine Hitzebehandlung mit subletalen Temperaturen, extremen pH-Werten und reduzierenden Agenzien (Foster & Johnstone, 1989) sowie Wurzelexsudaten im Rhizosphärenbereich (Gantcheva, 1993) erfolgen.


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B. subtilis bildet in der endlogarithmischen und stationären Wachstumsphase Peptidantibiotika (McKeen et al., 1986). Diese Antibiotika beinhalten die Dipeptide Bacilysin (Walker & Abraham, 1970; Hilton et al., 1988; Loeffler et al., 1990) und Chlorotetain (Loeffler et al., 1990) sowie das Polypeptid Rhizocticin (Rapp et al., 1988; Kugler et al., 1990; Loeffler et al, 1990). Weiterhin bildet B. subtilis Lipopeptide der Iturin-Gruppe und Fengymycin (Besson et al., 1978; Peypoux et al., 1980; Mhammedi et al., 1982; Loeffler et al., 1990; Asaka & Shoda, 1996a; Hbid et al., 1996) sowie Surfactin (Asaka & Shoda, 1996a; Hbid et al., 1996). Die Antibiotika haben ein relativ kleines Molekulargewicht (Katz & Demain, 1977). Zu den Stoffwechselprodukten von B. subtilis gehören außer den Antibiotika weitere Proteine bzw. Proteinkomplexe (Bochow, 1998), Proteasen und Ammonium (FZB Biotechnik GmbH, 1995), die besonders bei der Interaktion mit Pflanzen auf diese wirken (Resistenzinduktion).

Selbst innerhalb der gleichen Mikroorganismenart wie z. B. bei Bacillus subtilis in der Rhisosphäre bzw. Phyllosphäre können Krankheitserreger auftreten (Hegart, 1987). B. subtilis wurde z. B. in Verbindung mit der Fäulnis von Sojabohnen- (Glycine max) Samen in Verbindung gebracht (Scortichini et al., 1989). Das schlechte Wachstum von jungen Apfelbäumen auf Flächen, die vorher mit Apfel bepflanzt waren, wird als ”Appel replant problem“ bezeichnet. Wenn diese Böden mit B. subtilis (Isolat B-1 und B-26) inokuliert waren, wurde das Pflanzenwachstum reduziert (Utkhede & Li, 1989; Utkhede et al., 1992). Dagegen verbesserte ein anderes Isolat EBW-4 von B. subtilis das Pflanzenwachstum und wirkte gegen die ”Apfelreplantkrankheit“ bekämpfend (Utkhede & Smith, 1992).

Nach Barakat et al. (1985) und Kararah et al. (1985) sind bestimmte Isolate von B. subtilis und anderen Bakterien wie z. B. Bacillus pumilis virulente Pathogene für Knoblauch im Lager. Sie führten auch bei Zwiebeln, Möhren, Kartoffeln, Gurken, Paprika und Kürbis zur Fäulnis. Für den Verderb von Palmöl im Lager in Nigeria wird hauptsächlich das Bakterium pathogener Formen von B. subtilis verantwortlich gemacht (Odunfa, 1989).

In Holland wurde B. subtilis mit anderen Bakterien wie Bacillus licheniformis, Bacillus amyloliquefaciens sowie Bacillus cereus aus Lebensmittelprodukten isoliert und als mögliche lebensmittelvergiftende Agenzien (food-poisoning agents) angesehen (Tegiffel et al., 1996).


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Die Nutzung der multivalenten Vertreter von B. subtilis und ihrer Produkte erstreckt sich auf viele Gebiete, wie beispielsweise in der Lebensmitteltechnik, wo beta-Amylase zur Stärkeverflüssigung oder Nisin als Konservierungsmittel (Baltes, 1989) verwendet wird. Ferner findet B. subtilis in der Medizin (Lindner, 1978; Parry et al., 1986) sowie beim Nachweis von Antibiotika und anderen Stoffen und zur Bildung von Antibiotika, Enzymen und verschiedenen organischen Verbindungen sowie beim Abbau von Klärschlamm Verwendung (Parry et al., 1986).

Phytosanitäre Wirkung von B. subtilis

Auf dem Gebiet der Landwirtschaft und des Gartenbaus wurden mehrere Isolate von B. subtilis erfolgreich als Nutzorganismus (Antagonist) gegen zahlreiche Phytopathogene eingesetzt. Die antagonistische Wirkung von Biokontrollagenzien gegenüber Phytopathogenen beruht meist auf im Komplex auftretender Antibiotikabildung, Konkurrenz um Nährstoffe und Raum, Parasitismus sowie Resistenz-/Toleranzinduktion bei den Pflanzen (Philipp, 1988; Chet et al., 1990). Die Bedeutung der einzelnen Wirkungsmechanismen ist bei der biologischen Kontrolle je nach Bakterienart bzw. Isolat und entsprechend den physikalischen und chemischen Bedingungen in der Rhizosphäre unterschiedlich (Weller, 1988).

Aus der Literatur geht hervor, daß B. subtilis erfolgreich gegen pilzliche, bakterielle sowie virale Pathogene und nicht zuletzt gegen Nematoden erprobt wurde. Die meisten Bekämpfungserfolge durch B. subtilis-Einsatz gibt es gegen pilzliche Phytopathogene.

Mykosen

Podile & Prakash (1996) schrieben über einen Bekämpfungserfolg durch B. subtilis gegen Aspergillus niger an Erdnüssen. Abou-Shaar (1988) und Hentschel & Bochow (1990) berichteten über eine deutliche Reduzierung der Korkwurzelkrankheit (Pyrenochaeta lycopersici) der Tomate im Gewächshaus. Nach Al-Rashid (1988)) führte ebenfalls ein B. subtilis-Einsatz zu einer Reduzierung des Erregers der Schwarzen Wurzelfäule der Gewächshausgurke (Phomopsis sclerotioides), der der Wirkung einer Fungizidbehandlung mit Carbendazim (3%) entsprach.


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Der Einsatz von B. subtilis bzw. seiner Metaboliten bewirkte eine hohe Wirksamkeit gegen Uromyces appendiculatus (Baker et al., 1985; Bettiol et al., 1992) bzw. U. phaseoli (Baker et al., 1983; Mizubuti et al., 1995) bei Phaseolus vulgaris. Die Behandlung von Bohnen mit B. subtilis-Metaboliten (1000 ppm) und verschiedenen Pulverfomulierungen (AM 66 und AM 62) führte 24 h vor einer Rostinokulation zu einem Schutz von 33-99% (Bettiol et al., 1992). Durch eine 3-malige B. subtilis-Applikation pro Woche wurde eine bessere Bekämpfung (ge 75%) von U. appendiculatus im Freiland erreicht als eine wöchentliche Applikation von Mancozeb (Baker et al., 1985).

Jamal (1993) schrieb über die verbesserte Samenkeimung und Sämlingsgesundheit von Möhren bei Anwesenheit von Alternaria radicina. Die Effektivität von B. subtilis konnte mit subletalen gering dosierten Fungiziden (Metiram oder Iprodione) in Model- und Feldversuchen noch gesteigert werden.

Weiterhin konnte der phytopathogene Pilz Rhizoctonia solani an Sojabohne (Racke & Sikora, 1985), Erbse (Hwang & Chakravarty, 1992; Gantcheva, 1993), Kartoffel (Schmiedeknecht, 1993; Virgen-Calleros et al., 1996), Tomate (Asaka & Shoda, 1996b) und Erdnüssen (Turner & Backman, 1991) durch den B. subtilis-Einsatz erfolgreich unterdrückt werden.

Obieglo et al. (1990) konnten den Befall von Edelnelken mit dem Erreger der Fusarium-Welke (Fusarium oxysporum f.sp. dianthi) sowie Phytophthora nicotiana var. nicotianae an Tomate (Bochow, 1992; Wandke & Bochow, 1992) unter hydroponischen Anbau-bedingungen wirksam bekämpfen. Krebs (1985) und Freier et al. (1990) konnten eine Unterdrückung der Fusarium-Welke an Nelken durch B. subtilis unter Gewächshaus-bedingungen erzielen. Durch Einsatz von B. subtilis konnten Picci et al. (1985) einen vollständigen Schutz der Pflanzen gegen F. oxysporum f.sp. dianthi bis 60 Tage nach dem Pflanzen erzielen. Einen beachtlichen Bekämpfungserfolg erreichten ebenfalls (Podile et al., 1985) gegen Fusarium uldum, F. oxysporum f.sp. lycopersici, F. oxysporum f.sp. vasinfectum durch einen B. subtilis-Einsatz bei verschiedenen Kulturen. Eine bemerkenswerte Wirkung erzielten auch Nemec et al. (1996) gegen den Erreger der Fusarium-Stengel- und Wurzelfäule (F. oxysporum f.sp. radicis-lycopersici) der Tomate durch die Applikation der B. subtilis-


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Präparate ”Quantum 4000 HB®” und ”Kodiak®, die in den USA zugelassen sind. Ihre Wirksamkeit konnte durch eine Kombination mit Trichoderma harzianum verbessert werden.

Kulturfiltrate bzw. biologisch aktive Fraktionen aus den Kulturfiltraten von B. subtilis-Stämmen (FZB 24® und FZB 14) lösten eine induzierte Toleranz und/oder Resistenz gegen F. oxysporum bei Tomate unter axenischen Bedingungen aus (Dolej, 1998). Die damit behandelten Pflanzen zeigten ein besseres Wachstum als die Kontrolle. Ebenfalls wurde eine induzierte Toleranz durch Anwendung der Kulturfiltrate und biologisch aktiver Fraktionen gegen ein unspezifisches Toxin (Fusarinsäure) bei Kalluskulturen von Tomate, Lärche und Möhren erzielt (Alemayehu, 1997). Weiterhin wurde Wachstumsverbesserung festgestellt.

Gefäßwelkeerreger wie Verticillium alboatrum, V. dahliae, und Ceratocystis ulmi wurden durch den Einsatz von B. subtilis in beträchtlichem Maße gehemmt (Podile et al., 1985). Eine Saatgutbehandlung mit B. subtilis führte zur beachtlichen Bekämpfung der Fusarium-Wuzelfäule bei Vicia faba sowohl im Gewächshaus als auch im Freiland. Außerdem verbesserte die Behandlung das Frisch- und Trockengewicht von Sproß, Wurzel und Nodulen (Yehia et al., 1982). In sterilem Sand konnte B. subtilis den Befall von Tomatenkeimlingen mit Fusarium oxysporum und Pythium ultimum signifikant reduzieren (Sadlers et al., 1995). Ebenso wurde von einem Bekämpfungserfolg durch B. subtilis gegen Botrytis fabae berichtet (Abd-El-Moity et al., 1990).

Sonoda & Guo (1996) erreichten durch den Einsatz von B. subtilis ”Kodiak®“ als Spritzapplikation eine hohe Wirksamkeit gegen Colletotrichum acutatum (1:1 v/v) bei Zitruspflanzen. Eine B. subtilis-Behandlung schützte Wintergerste gegen Helminthosporium sativum im Freiland (Kommedahl & Mew, 1975). Ebenfalls erzielten Ferreira et al. (1991) durch Vorbehandlung der Schnittwunden an Vitis vinifera mit B. subtilis eine Befallsreduktion von Eutypa lata. Leggett (1982) erreichte durch B. subtilis eine signifikante Befallsminderung gegen Sclerotium cepivorum bei Zwiebeln. Weiterhin schrieben Zazzerini & Tosi (1985) über Bekämpfungserfoge von B. subtilis gegen Sclerotinia sclerotiorum bei Sonnenblumen.

Berger et al. (1996) sprachen von einer deutlichen Befallsreduktion bei Pythium und Phytophthora an verschiedenen Kulturpflanzen durch B. subtilis. Auch Siddiqui &


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Mahmood (1995) erzielten eine signifikante Reduzierung der Wurzelfäulekrankheit (Macrophomina phaseolina) an Kicherbsen und eine Befallsreduktion von F. udum an Traubenerbse (Cajanus cajan) durch Saatgutbehandlung mit B. subtilis.

Durch die präinfektionelle Behandlung der Pflanzen mit Kulturfiltraten von B. subtilis konnten beachtliche Bekämpfungserfolge von Sclerotinia sclerotiorum an Raps (Zhang et al., 1995), Erysiphe graminis an Weizen und Gerste (Stenzel et al., 1985) erreicht werden.

Nacherntekrankheiten wie Fruchtfäule wurden bei Stein- und Zitrusfrüchten mit Hilfe von B. subtilis bzw. dessen Kulturfiltraten erfolgreich dezimiert (Singh & Deverall, 1984; Utkhede & Sholberg, 1986; Pusey et al., 1986, 1988). Diese Bekämpfungserfolge entsprachen dem Niveau einer chemischen Behandlung (Wilson & Pusey, 1985).

In der Holzindustrie konnte B. subtilis ebenfalls gegen Pilze wie Alternaria alternata und Ophiostoma picea, welche zu schlechten Holzfärbungen führen, erfolgreich eingesetzt werden. Das Bakterium konnte einen deutlich negativen Einfluß auf die Pilze ausüben, was sich in der verminderten Holzverfärbung äußerte (Morrell & Silva, 1996).

Hervorzuheben bei B. subtilis ist seine Eignung zur Kombination mit gering dosierten handelsüblichen Fungiziden, die zur Stabilisierung bzw. Erhöhung seiner Wirksamkeit führen kann (Al-Rashid, 1988; Jacob et al, 1988, Kloepper, 1991; Hwang & Chakravarty, 1992; Utkhede & Smith, 1992; Jamal, 1993).

Bakterien

Auch bei der Anwendung von B. subtilis gegen phytopathogene Bakterien wurden Erfahrungen gesammelt. Griesbach & Lattauschke (1991) schrieben über die Bekämpfung von Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis mit B. subtilis an Tomate. Weiterhin wurden bei bakteriellen Krankheitserregern wie Agrobacterium tumefaciens an Rhizinus (Hassanein & El-Goorani, 1991), Erwinia amylovora an Birne (Abo-El-Dahab & El-Goorani, 1964) und Xanthomonas spp. (Huang & Chang, 1975) gute Bekämpfungserfolge gemeldet. Nach Schmiedeknecht et al. (1995) führte eine B. subtilis-Behandlung zur deutlichen Bekämpfung des Kartoffelschorfes (Streptomyces scabies) sowohl im


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Gewächshaus als auch im Freiland. Auch nach Weinhold & Bowman (1965) wirkt B. subtilis antagonistisch gegen Streptomyces scabies. Die Autoren (1968) konnten durch die Ausbringung von Sojabohnenstroh eine bessere Unterdrückung von Streptomyces scabies durch B. subtilis erreichen. Sindhan et al. (1991) berichteten über die Wirksamkeit von B. subtilis in Form einer Spritzapplikation gegen Xanthomonas campestris pv. cyamopsidis an Cyamopsis tetragonoloba. Sie konnten keinen Zusammenhang zwischen biochemischen Veränderungen und der Widerstandsfähigkeit der Pflanzen feststellen. Durch Einsatz von B. subtilis B 826, isoliert aus der Phyllosphäre von Kürbissen, wurde X. campestris [X. oryzae] pv. oryzae bekämpft (Zhu & Li, 1990). Sie berichteten über ein Protein von 6-8 kDa Größe, das aus Kulturfiltraten von B. subtilis gewonnen wurde und das genauso effektiv gegen den Erreger wirkte. Durch Bodenapplikation von B. subtilis NB22 konnte die Anzahl durch Pseudomonas solanacearum eingegangener Pflanzen drastisch zurückgedrängt werden (Phae et al., 1992).

Viren

Kegler (1993) schrieb über die Bekämpfung von verschiedenen phytopathogenen Viren wie dem Tabakrattle-Virus (TRV) an Chenopodium quinoa, dem Tobakomosaik-Virus (TMV) Nicotiana glutinosa, dem nekrotischen Ringflecken-Virus der Kirsche (PNRV) Prunus spp. und dem Gurkenmosaik-Virus (CMV) an Cucumis sativus durch einen B. subtilis-Einsatz. Die antagonistische Wirkung beruht auf der Beeinträchtigung des Infektionsvorganges. Maiss (1987) und Fahmy & Mohamed (1984) erzielten ebenfalls mit B. subtilis bzw. seinen Kulturfiltraten einen verminderten Virusbefall an Gurke bzw. Kartoffelvirus-Befall (PVX) an Gomphrena globosa.

Insekten

B. subtilis zeigte auch eine insektizide Aktivität gegen Larven von Anopheles culicifacies (Gupta & Vyas, 1989), Tribolium castaneum (Kumari & Neelgund, 1985) und Sylepta derogota (Jacob et al., 1982). Srivastava et al. (1990) stellten ebenfalls durch einen B. subtilis-Einsatz eine Insektizidwirkung gegen 6 Schädlinge von Reis wie Parnara mathias [Pelopidas mathias], Melanitis leda ismene, Cnaphalocrocis medinalis, Scirpophaga incertulas, Chilo auriculius und Sesamia inferens fest.


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Nematoden

Es liegen nicht zuletzt Hinweise dafür vor, daß eine Befallsminderung von Nematoden auch durch B. subtilis möglich ist (siehe 2.2.).

Die Wirkmechanismen von B. subtilis zur Unterdrückung von Phytopathogenen beziehen sich auf Prozesse der Antibiose und der Konkurrenz um Raum und Nährstoffe (Rytter et al., 1989; Sinclair, 1989).

Als weiteren Wirkmechanismus der Pathogenunterdrückung wird neuerdings (alt aber wiederentdecktes Phänomen) im Hinblick auf die Krankheitswiderstandsfähigkeit von Pflanzen, über Möglichkeiten einer induzierten oder erworbenen Resistenz bzw. Toleranz berichtet. Belegt ist, daß auch Pflanzen über einen verhältnismäßig unspezifischen Abwehrmechanismus verfügen, der sich ohne Veränderung des Gen-Pools aktivieren läßt (Chaster, 1933; Gäumann, 1951, Kuc, 1982; Misaghi, 1982).

Eine erhöhte Widerstandsfähigkeit der Pflanzen wurde nach Blattapplikation einer aus extrazellulären Stoffwechselprodukten gewonnen Elicitorfraktion eines B. subtilis-Isolates festgestellt (von Alten & Schönbeck 1985; Knauf & Mendgen, 1986; Falkhof et al., 1988; Steiner et al., 1988; Kehlenbeck et al., 1992; Kraska et al., 1992; Podile, 1996). Die präinfektionelle Behandlung mit B. subtilis bzw. dessen Kulturfiltraten oder Fraktionen (extrazelluläre Substanzen) konnte Resistenzen gegen Viren an Gurke (Maiss, 1987; Raupach & Kloepper, 1996) und biotrophe Blattpathogene wie Uromyces phaseoli in Bohnen und Erisiphe graminis f.sp. hordei an Wintergerste (Kehlenbeck et al., 1992; Kehlenbeck & Schönbeck, 1995; Steiner & Schönbeck, 1995) induzieren. Eine präinfektionelle Behandlung der Gurkenpflanzen mit B. subtilis verminderte deutlich eine CMV-Infektion (Raupach & Kloepper, 1996). Maiss (1987) konnte durch die Anwendung der Kulturfiltrate von B. subtilis eine induzierte Resistenz gegen Viren an Gurken und Gerste herbeiführen.

Die Prozesse einer lokalen und systemischen Resistenz/Toleranz können auch durch abiotische Faktoren wie Schwermetallionen, UV-Strahlung, Kälte, Trockenheit, oder biotische Faktoren wie avirulente Stämme, schwachpathogene Bakterien, Pilze bzw. ihre


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Stoffwechselprodukte usw. (Elicitoren/Induktoren) ausgelöst werden (Hoffmann et al., 1985). Allerdings sind viele Prozesse und Mechanismen, insbesondere die Signalkette, nur zum Teil aufgeklärt (Schönbeck et al., 1993).

Induzierte Resistenz gegen pilzliche, bakterielle und virale Pathogene äußert sich oft mit erhöhten Aktivitäten von Chitinase, beta-1,3-Glucanasen, Peroxidasen, Phenylalanin-Ammoniumlyasen (PAL) und Polyphenoloxydasen (PPO) und der Bildung von PR-Proteinen (Pathogen related), der Akkumulation von antimikrobiellen Substanzen wie Phytoalexinen, und/oder der Bildung von physikalischen Abwehrbarrieren [Lignifizierung, Kallusbildung, Thylenbildung usw.] (Hammerschmidt & Kuc, 1995).

Bakterien aus der Rhizosphäre, die das Pflanzenwachstum fördern, werden als ”Plant growth promoting rhizobacteria“ (PGPR) bezeichnet. Praktische Erfahrungen zeigen, daß die phytosanitäre Wirksamkeit von B. subtilis stets mit einer Wachstumsförderung der Pflanzen verbunden ist. Diese Wirkungen äußern sich in einer besseren Keimung der Samen, besserer Auflauffähigkeit der Keimlinge, besserer Vitalität der Sämlinge, höherer Biomasseproduktion, besserem Wurzelsystem, Qualitätsverbesserung und höheren Erträgen (Reddy & Rahe, 1989; Zaspel, 1988; Utkhede & Li, 1989; Turner & Beckman, 1991; Bochow, 1992). Die Wachstumsverbesserungen wurden bei verschiedenen Kulturpflanzen wie Mais (Fey, 1996), Sonnenblumen (Schmiedeknecht, 1996), Raps (Zhang et al., 1995b), Baumwolle (Brannen & Backman, 1994), Cyclamen (Jacob, 1992) und Erbse (Gantcheva, 1993) beschrieben.

Als Ursache für die Wachstumsförderung durch PGPR, darunter auch B. subtilis, wird die Produktion von Phytohormonen bzw. deren Präkursoren, Phytohormonderivaten bzw. anderen aktiven Substanzen (Stoffwechselprodukte wie Proteine/Proteinkomplexe) der Bakterien diskutiert (Frankenberger & Arshad, 1995; Dolej, 1998). Durch die aktive Besiedlung der Pflanzenwurzel mit Bakterien könnten solche Substanzen direkt von den Pflanzen aufgenommen werden bzw. diese Substanzen als Signalstoff(e) zur Produktion von Phytohormonen durch die Pflanze selbst fungieren (veränderte Phytohormonbalance) und damit zum besseren Wachstum führen (Kloepper et al., 1989, 1991; Frommel et al., 1993).

Zumindest gibt es Hinweise dafür, daß B. subtilis-Isolate gibberellinähnliche Substanzen (Katznelson & Cole, 1965), Gibberelline (Boadbent et al., 1977) Cytokinine (Müller et


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al., 1989; Steiner, 1990; Zaspel, 1992) und IAA (Müller et al., 1989) bzw. IAA-Präkursoren (Dolej, 1998) in Nährmedien bilden.

Es liegen auch Belege dafür vor, daß die Behandlung von Pflanzen mit synthetischen Phytohormonen zu induzierter Resistenz führen kann (Davis & Dimond, 1953, 1956).

Darüber hinaus zeigten B. subtilis-Behandlungen bei Stecklingen von Nelken, Ziergehölzen wie Prunus tomentosa und Prunus kurilensis (Glück, 1993) eindeutige Effekte bei der Bewurzelungsverbesserung, die Phytohormonbehandlungen gleichzusetzen sind (Obieglo, 1992). Erwähnenswert ist dabei die Kombinationsmöglichkeit von B. subtilis mit synthetischen Phytohormonen wie Naphthylessigsäure, die zur Steigerung der Bewurzelungswirksamkeit führte (Schiwietz, 1992).


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