Breitenbach, Edda: Phytosanitäre Qualitätsbeurteilung von gewerblich hergestellten Komposten anhand ihres Pilzspektrums

30

Kapitel 3. Material und Methoden

3.1. Beschreibung der Versuchsanlagen

Die folgenden beiden Versuchsanlagen mit unterschiedlichen Kompostierungsverfahren wurden beprobt:

3.1.1. Jessen GmbH - Offene Mietenkompostierung

Die Firma Jessen GmbH kompostiert Bio- und Grünabfälle mit dem Verfahren der offenen Mietenkompostierung.

Dabei wird das Ausgangsmaterial in Dreiecksmieten aufgeschüttet, wobei deren Größe sich nach der Art der Kompostrohstoffe und den vorhandenen Umsetzaggregaten richtet und zwischen 1,5 und 4 m Basisbreite schwankt. Der Sauerstoffeintrag findet durch Diffusion und Umsetzen der Mieten statt (Petrik, 1993). Durch mehrmaliges Umsetzen während der Vorrotte, wird gleichzeitig eine gleichmäßige thermische Hygienisierung gewährleistet. Die Gesamtrottedauer beläuft sich je nach Umsetzhäufigkeit während der Vor- und Nachrotte auf drei bis sechs Monate (Fricke et al., 1991).

Folgende Daten der beprobten Versuchsmieten sind von Bedeutung (nach betriebsinternen Angaben und Wiemer et al., 1996):

Hersteller:

Kommunal- und Industrieentsorgung Jessen GmbH, Großkorgaer Straße, 06928 Schweinitz

Inbetriebnahme:

Oktober 1993

Kapazität/Durchsatz

2.700 t (1995)

 

Gesamtinput pro Miete: ca. 89 Tonnen

 

70 % Bio- und Grünabfälle

 

30 % Strukturmaterial (Holzhäcksel und Siebüberstand)

Umsetzhäufigkeit:

während der Vorrotte: wöchentlich

 

während der Nachrotte: ca. alle 3 Wochen

Probennahmetermine:

Versuchsreihe 1: 10.02.1995: nach 8wöchiger Vorrotte

 

(Winter/Frühjahr) 07.04.1995: nach 8wöchiger Nachrotte

 

Versuchsreihe 2: 26.09.1995: nach 8wöchiger Vorrotte

 

(Herbst/Winter) 07.11.1995: nach 6wöchiger Nachrotte

Während der Vorrotte wurden über mehrere Wochen Temperaturen bis zu 70 °C erreicht. In dieser Rottephase war die Miete überdacht. Die Nachrotte verlief ohne Überdachung. Der Fertigkompost besaß den Rottegrad 5 (Probenahme-Protokoll der Bundesgütegemeinschaft Kompost, nach Maßgabe der LAGA M10).


31

3.1.2. Deponie Parkentin - Herhof-Rottebox

Auf der Deponie Parkentin erfolgt die Vorrotte (Intensivrotte) in Rotteboxen der Firma Herhof. Die Boxen sind abgeschlossene, zwangsbelüftete Räume mit vollständiger Ablufterfassung und einem Fassungsvermögen von 60 m3. Die Steuerung der rottespezifischen Parameter Temperatur, CO2- und O2-Gehalt, ist mittels Luftzufuhr durch Belüftungsdüsen im Reaktorboden möglich. In dem geschlossenen System können der Rotteverlauf überwacht und die Emissionen kontrolliert werden. Entstehendes Sickerwasser und Kondensat werden erfaßt und zurückgeleitet bzw. entsorgt. Die Abluft wird durch Biofilter gereinigt (Petrik, 1993). Der derart gesteuerte Rotteprozeß erfolgt meist über einen Zeitraum von ca. 7-12 Tagen. Nach dieser Vorrotte wird der anschließende Rotteprozeß auf Dreiecks- oder Tafelmieten nach dem Mietenverfahren weitergeführt. Die gesamte Rottedauer beträgt ca. 8-12 Wochen (Nordhaus, 1992).

Folgende Daten der beprobten Versuchsmieten sind von Bedeutung (nach betriebsinternen Angaben und Wiemer et al., 1996):

Hersteller:

Stadtentsorgung Rostock, Deponie Parkentin, Deponiestraße 1

 

18209 Bad Doberan

Inbetriebnahme:

Oktober 1993

Kapazität/Durchsatz:

6.600 t (1995)

 

Gesamtinput (pro Box): ca. 30 t

 

70 % Bio- und Grünabfälle

 

30 % Strukturmaterial (Holzhäcksel und Siebüberstand)

Umsetzhäufigkeit:

während der Vorrotte: keine Rottegutbewegung

 

während der Nachrotte: ca. alle 14 Tage

Probennahmetermine:

Versuchsreihe 1: 04.01.1995: nach 8tägiger Vorrotte (Box)

 

(Winter/Frühjahr) 30.03.1995: nach 12wöchiger Nachrotte

 

Versuchsreihe 2: 04.10.1995: nach 8tägiger Vorrotte (Box)

 

(Herbst/Winter) 18.12.1995: nach 11wöchiger Nachrotte

Die Intensivrottephase (Vorrotte) in der Box dauerte 8 Tage. Dabei wurden während vier Tagen Temperaturen von ca. 65 °C erreicht (Abluftmessung: ca. 60 °C). Die Nachrottephase des Frischkompostes als offene Miete betrug ca. 12 Wochen. Der Fertigkompost besaß den Rottegrad 5 (Probenahme-Protokoll der Bundesgütegemeinschaft Kompost, nach Maßgabe der LAGA M10).


32

3.2. Versuchsaufbau und -durchführung

3.2.1. Probenahme

Das Probenmaterial wurde aus beiden Herstellungsverfahren nach der jeweiligen Vor- und der Nachrottephase entnommen (vgl. Probenahmetermine unter Punkt 3.2.1 bzw. 3.2.2). Von Rand-, Hauptrotte- und Kernzone der Kompostmieten wurden stichprobenartig an mehreren Stellen insgesamt jeweils 4-5 kg Probenmaterial pro Rottezone entnommen und in Polyethylen-Kunststoffbeutel verpackt. Die Proben der Randzone wurden aus der äußersten Mietenschicht (0-50 cm vom Mietenrand bzw. der Boxenwand), die Proben der Hauptrottezone aus dem Mietenmittelpunkt und die Proben der Kernzone in einem Abstand 10 cm vom Mietengrund bzw. dem Boden der Rottebox entnommen.

Zur besseren Übersicht zeigt die Abbildung 6 einen Mietenquerschnitt mit den beschriebenen Rottezonen (Bundesgütegemeinschaft Kompost, 1993).

Abb. 6: Rottezonen einer Kompostmiete


33

3.2.2. Analyse der Pilzflora

Zur Untersuchung der Pilzflora wurde das Probenmaterial unter der Sterilbank bis zur Rieselfähigkeit getrocknet, im Überkopfschüttler homogenisiert und die Kompostpartikel auf eine Größe von 0,5-0,63 mm gesiebt (Sauthoff et al., 1994). Bei sehr stark reduziertem Pilzspektrum, d.h. wenn aus weniger als 50 % der Kompostpartikel Pilze auswuchsen, wurden zusätzlich Partikel von 2 mm Durchmesser für die Untersuchungen verwendet (Ergebnisse siehe Anhang: Tabellen 37-39 S. 105 f).

Jeweils 20 Kompostpartikel pro Rottezone, d.h. je 1 Kompostpartikel pro Petrischale, wurden auf SNA-Agar mit Antibiotika ausgelegt und zuerst eine Woche bei 17 °C im Dunkeln und anschließend eine Woche unter UV-Licht bei 20 °C inkubiert. Danach wurden die Petrischalen unter Laborbedingungen bei 20 °C und Tageslicht aufbewahrt. Die Bonitur der Pilzflora erfolgte nach zwei, vier und sechs Wochen (Sauthoff et al., 1994).

Um ein möglichst breites Artenspektrum zu erfassen, kam zusätzlich 5%iger Möhrensaftagar mit Antibiotika bzw. Möhrenschnitzelagar zur Oomycetenuntersuchung zum Einsatz. Hierzu wurde der Frisch- bzw. Fertigkompost mit sterilem Leitungswasser angefeuchtet, jeweils 28-32 mg feuchtes Probenmaterial mittels einer Amalgamspritze auf Petrischalen mit Möhrensaft-Antibiotikaagar aufgebracht (20 Einzelproben pro Rottezone) und 48 Stunden bei 25 °C inkubiert. Danach wurden die Petrischalen unter Laborbedingungen aufbewahrt. Die Bonitur der Oomyceten erfolgte aufgrund des raschen Wachstums nach zwei und sieben Tagen (abgewandelt nach Bruggen & Arneson, 1986).

Insgesamt wurden zur Analyse des Pilzspektrums 960 Proben untersucht.

Nährböden und Reagenzien (Rezepturen siehe Anhang, S. 101f)

Bei der Herstellung der verwendeten Nährböden wurden destilliertes Wasser und Agar gemischt und im Dampftopf bei 90-100 °C gelöst. Salze und Nährstoffe wurden separat in kaltem Wasser gelöst und dem Agar zugefügt. Anschließend wurden die Nährböden, wenn nicht anders vermerkt, 20 min. bei 120 °C autoklaviert.

Unsteriles Material, beispielsweise Kompost oder Pflanzenteile, von dem Pilze isoliert werden sollten, wurde zur Unterdrückung des Bakterienwachstums auf folgende Nährboden ausgelegt:

Zur Isolation speziell von Oomyceten aus unsterilem Material wurde verwendet:

Zur weiteren Kultivierung bzw. Bestimmung der Reinkulturen wurden eingesetzt:

3.2.3. Überprüfung der Pflanzenverträglichkeit der untersuchten Komposte als Kultursubstrat für Jungpflanzen

Als Kultursubstrate wurden die folgenden Mischungen I-III aus Landerde vom Versuchsstandort Blumenberg der Humboldt-Universität zu Berlin und Kompost der verschiedenen Rottezonen im Verhältnis 1 zu 1 hergestellt:

  1. Kompost der Mietenrandzone gemischt mit Landerde
  2. Kompost der Hauptrottezone gemischt mit Landerde
  3. Kompost der Mietenkernzone gemischt mit Landerde
  4. Kontrolle: 100 % Landerde

Um möglichst praxisnahe Ergebnisse zu erhalten, wurde für die Kompostproben der Versuchsreihe 1 (V1) ungedämpfte Landerde verwendet. In der Versuchreihe 2 (V2) wurde die Landerde bei 80-90 °C 24 Stunden gedämpft, um die Wirkung der komposteigenen Mikroflora besser erfassen zu können. Als Saatgut wurden Markerbsen der Sorte BÖRDI (ungebeizt; Ernte 1994; SAMEN MAUSER) bzw. Winterweizen der Sorte APOLLO (ungebeizt; Ernte 1994; SAATZUCHT BREUN) verwendet. Vor der Durchführung der Pflanzenversuche wurden sowohl die verwendete Landerde (gedämpft/ungedämpft), als auch das Saatgut, auf eventuell vorhandene, phytopathogene Pilze untersucht.

Jeweils 10 Erbsen- bzw. 20 Weizensamen wurden in, mit den jeweiligen Substratmischungen befüllten, 8 x 12 cm Pflanzschalen angezogen. Zur Kontrolle wurde das Saatgut in 100 % Landerde (gedämpft/ungedämpft) kultiviert. Die Versuche wurden im Gewächshaus bei 20-25 °C und 80 % relativer Feuchte durchgeführt. Jeder Ansatz wurde fünfmal wiederholt.

Nach 14 Tagen wurde das Frischgewicht der Pflanzen bestimmt und die Ergebnisse mittels einer „Multiway Analysis of Variance“ (Anova) statistisch ausgewertet (Sokal & Rohlf, 1981). Der Einfluß folgender Parameter auf das Frischgewicht wurde untersucht:


35

3.2.4. Überprüfung des antiphytopathogenen Potentials der dominierenden Pilzarten in vitro

3.2.4.1. Auswahl der Testpilze

Nach dem Abschluß der Pilzanalysen wurden die 15 häufigsten Pilzarten aus allen Kompostproben ermittelt (vgl. Punkt 4.1 und 5.1.1). Von diesen 15 Pilzarten wurden 14 (ohne Acremonium spec.) und ein Isolat von Pythium oligandrum als repräsentativer Querschnitt auf ihr antiphytopathogenes Potential gegenüber den vier ausgewählten, phytopathogenen Pilzen Pythium ultimum Trow, Rhizoctonia solani Kühn, Gaeumannomyces graminis var. graminis (Saccardo) van Arx & D. L. Olivier und Fusarium oxysporum f. sp. pisi (van Hall) Snyder & Hansen hin untersucht. Einen Überblick über alle in vitro getesteten Isolate gibt die folgende, tabellarische Aufstellung:

Anzahl

Pilzart

Herkunft

Isolationsjahr

BBA-Nr.

1

Acremonium strictum W. Gams

Kompost, 1995

68720

2

Aspergillus fumigatus Fresenius

Kompost, 1995

68770

3

Botryotrichum piluliferum Saccardo & Marchal

Kompost, 1995

68752

4

Geomyces pannorum (Link) Sigler & Carmichael

Kompost, 1995

68774

5

Geotrichum candidum Link & Fries

Kompost, 1995

68682

6

Mortierella stylospora Dixon-Stewart

Kompost, 1995

68727

7

Mucor circinelloides van Tieghem

Kompost, 1995

68626

8

Mucor hiemalis Wehmer

Kompost, 1995

68681

9

Penicillium cyclopium Westling

Kompost, 1995

68761

10

Penicillium expansum Link

Kompost, 1995

68648

11

Pythium oligandrum Drechsler

Kompost, 1995

68733

12

Scopulariopsis acremonium (Delacroix) Vaillemin

Kompost, 1995

68702

13

Sporothrix schenckii Hektoen & Perkins

Kompost, 1995

68775

14

Trichoderma atroviride P. Karsten

Kompost, 1995

68768

15

Trichurus spiralis Hasselbring

Kompost, 1995

68620

Anzahl

Pilzart

Herkunft

Isolationsjahr

BBA-Nr.

1

Rhizoctonia solani

Graminee, 1931

63002

2

Pythium ultimum

Boden, 1987

66903

3

Fusarium oxysporum f. sp. pisi

Erbse, 1958

62364

4

Gaeumannomyces graminis var. graminis

Rasen, 1991

65937


36

3.2.4.2. Wachstumsverhalten der getesteten Pilze bei 10 °C und 20 °C

Um eine Wachstumshemmung unter den im folgenden beschriebenen Testbedingungen feststellen zu können (vgl. 3.3.4.2), wurden die Ergebnisse mit einer Kontrolle verglichen. Jedes Pilzisolat wurde einzeln auf PDA bei 10 °C bzw. 20 °C angezogen und der Wachstumsverlauf bei einer Temperatur von 20 °C nach 3, 7, 10 und 20 Tagen bzw. bei einer Temperatur von 10 °C nach 7, 10, 20 und 30 Tagen registriert. Bei einem Durchmesser der Petrischalen von 85 mm, konnten die getesteten Pilze - abzüglich des Impfstückes mit 5 mm im Durchmesser -einen maximalen Wachstumszuwachs von 80 mm erreichen.

3.2.4.3. Versuchsanordnung und -durchführung in vitro

Bei der Durchführung der Tests wurde ein nach Mánka (1993) abgewandeltes Verfahren angewendet. Die ausgewählten Pilze wurden 2-10 Tage unter Laborbedingungen bei 20 °C und Tageslicht auf PDA angezogen. Die Dauer der Kultivierung war abhängig von der Wachstums- und der Sporulationsgeschwindigkeit der verschiedenen Pilze. Sehr stark sporenstreuende Pilzgattungen, wie z.B. Penicillium, Trichurus und Trichoderma, wurden in einem so jungen Stadium auf Petrischalen übertragen, daß eine zu große Streuung der Sporen vermieden wurde. Nur so war eine effektive Auswertung des Testes möglich.

Jeweils 5 mm Agarscheiben wurden aus gut bewachsenen Petrischalen steril ausgestanzt und im Abstand von 2 cm auf PDA-Petrischalen umgekehrt aufgesetzt. Ein pathogener Pilz und der zu testende Pilz aus Komposterde wurden jeweils auf einer Petrischale einander gegenübergestellt und parallel bei 10 °C und 20 °C in Temperaturschränken bebrütet.

Die Versuchstemperaturen wurden in Annäherung an die durchschnittliche Schwankungsbreite der Temperaturen in der oberen Bodenschicht gewählt. Die für Böden der temperaten Zone angegebene, durchschnittliche Jahrestemperatur, bewegt sich in etwa zwischen 8 °C und 15 °C (Schinner et al., 1996).

Die Bonitur der Petrischalen fand bei einer Temperatur von 10 °C nach 7, 10, 20 und 30 Tagen und bei einer Temperatur von 20 °C nach 3, 7, 10 und 20 Tagen statt. So konnten die Wechselwirkungen der Pilze zueinander genauer festgehalten werden. Der Versuch wurde nach 20 bzw. 30 Tagen beendet, da zu diesem Zeitpunkt alle Petrischalen fast vollständig von den Pilzen überwachsen waren und damit ein annähernd stationärer Zustand eintrat. Jeder Ansatz wurde sechsmal wiederholt. Zur Auswertung der Ergebnisse wurde ein Boniturschema herangezogen, das folgende drei Parameter berücksichtigt (Mánka, 1993):

Bewertungsskala:

 

gerade Linie

0

< 1/3 umwachsen

1

ge 1/3 < 1/2 umwachsen

2

ge 1/2 < 2/3 umwachsen

3

ge 2/3 umwachsen

4


37

Bewertungsskala:

 

< 1/3

0

ge 1/3 < 1/2

1

ge 1/2 < 2/3

2

ge 2/3

3

völlig unentwickelt (kein Wachstum)

4

Die Summe der Bewertungen aus allen drei Bewertungsgrößen ergibt einen rechnerischen Wert, den sogenannten IBE (individual biotic effect), der als Vergleichsgröße dient. Als praxisorientierte Bewertung kann gelten:

 

Bewertungsskala:

|IBE|= 0

kein oder gleichstarker gegenseitiger Einfluß

0 < |IBE| le 2

schwache Hemmung

2 < |IBE| le 4

mittelstarke Hemmung

|IBE| > 4

starke Hemmung

Positive Vorzeichen bedeuten eine Hemmung des pathogenen Pilzes durch den Antagonisten. Der Antagonist besitzt in diesem Fall antiphytopathogenes Potential. Negative Vorzeichen bedeuten eine Hemmung des Antagonisten durch den pathogenen Pilz.

3.2.5. Überprüfung des antiphytopathogenen Potentials ausgewählter Pilzarten anhand von Biotests

3.2.5.1. Auswahl der Testpilze

Um zu überprüfen, inwieweit die Ergebnisse in vitro auf Freilandsituationen, also die Kompostanwendung, übertragbar sind, wurden fünf der sechs Pilzarten aus Komposterde, die in vitro bei 10 °C und 20 °C nachweislich antagonistisch wirkten, nochmals mit Hilfe von Jungpflanzenversuchen getestet. Auf die Überprüfung von Mucor circinelloides wurde verzichtet, da mit Mucor hiemalis bereits ein Isolat der Gattung Mucor vertreten war. Als Phytopathogene wurde außer den bereits beschriebenen Arten (vgl. 3.3.5.2) zusätzlich ein Isolat von Fusarium redolens Wollenweber ausgewählt.


38

3.2.5.2. Überprüfung der Infektiosität der phytopathogenen Testpilze und Auswahl geeigneter Inokulumdichten

Die ausgewählten phytopathogenen Pilze wurden auf ihre Infektiosität gegenüber den Testpflanzen im Vergleich zu einer unbeimpften Kontrolle hin überprüft. Verschiedene Inokulumdichten wurden getestet und die für die Fragestellung des Versuches sinnvollste gewählt. Die Schädigung der Testpflanzen sollte 70 % nicht überschreiten. Der Einfluß der Pilze aus Komposterde auf die Testpflanzen wurde ebenfalls überprüft. Die Ergebnisse wurden statistisch mittels Dunnett- und Tukey-Test ausgewertet (Dufner et al., 1992; Moll, 1997).

3.2.5.3. Versuchsanordnung und -durchführung der Biotests

Die Kultivierung der Testpilze erfolgte steril in 500 ml Erlenmeyerkolben, die vorher mit der angegebenen Torfmischung befüllt worden waren:

Torf 6 Teile
Sand 1 Teil
Häcksel 1 Teil
Kalk 1,5 g/Kolben
Malzextrakt (Löflund) 3,5 g/Kolben

Das Torfgemisch wurde so stark durchfeuchtet, daß man gebundenes Wasser mit der Hand ausdrücken konnte. Die Erlenmeyerkolben wurden zu zwei Dritteln mit der Torfmischung befüllt, mit einem Wattestopfen verschlossen und 1 Stunde bei 120 °C autoklaviert.

Die Testpilze wurden 2 Wochen auf Möhrensaftagar (1%) im Labor, bei Tageslicht und einer Temperatur von ca. 20 °C, angezogen. Pythium oligandrum wurde in gleicher Weise auf Möhrenschnitzelagar kultiviert.

Pro 500 ml Erlenmeyerkolben wurden 6 gut bewachsene, 1x1 cm große Agarstücke möglichst gleichmäßig in der sterilen Torfmischung verteilt und circa 4-6 Wochen bis zum vollständigen Durchwachsen des Substrates unter Laborbedingungen aufbewahrt. Als Kontrolle wurden entsprechend viele unbeimpfte Agarstücke in der Torfmischung verteilt. Bei der Durchführung der Biotests kamen außerdem zum Einsatz:

Das Saatgut wurde zur Oberflächensterilisation für vier Minuten in 10 %iger Dan-Chlorix-Lösung getaucht. Die Keimfähigkeit des Saatgutes wurde überprüft. Die Arbeitsflächen, Pflanzschalen und sonstige für die Biotests verwendeten Gegenstände (Mischbehälter, Hohlmaße etc.), wurden mit 2 %iger Dimanin-A-Lösung oberflächlich sterilisiert.

Mit Pilzen beimpftes Torfgemisch und gedämpfte Pflanzerde wurden in den folgenden Mengenverhältnissen gemischt:

BBA-Nr.

Pilzart

Inokulumdichte

Torfgemisch : Pflanzerde

(beimpft) (gedämpft)

68727

Mortierella stylospora

1

3

68681

Mucor hiemalis

1

3

68648

Penicillium expansum

1

3

68733

Pythium oligandrum

1

3

68768

Trichoderma atroviride

1

3

BBA-Nr.

Pilzart

Inokulumdichte

Torfgemisch : Pflanzerde

(beimpft) (gedämpft)

Test-pflanze

63002

Rhizoctonia solani

1

10

Erbse

66903

Pythium ultimum

1

100

Erbse

68787

Fusarium oxysporum f. sp. pisi

1

3

Erbse

65845

Gaeumannomyces graminis var. graminis

1

3

Weizen

65432

Fusarium redolens

1

3

Erbse

Je ein pathogener Pilz und ein potentieller Antagonist aus Komposterde wurden in ihren jeweiligen Inokulumdichten im Verhältnis 1 zu 1 gemischt und in Pflanzschalen mit 9 cm Durchmesser gefüllt. Jeder Ansatz wurde zehnmal wiederholt.

Die für das Pathogen empfindliche Versuchspflanze (10 Erbsen- bzw. 20 Weizensamen) wurde in dieser Erdmischung unter folgenden Bedingungen kultiviert:


40

Als Kontrollvariante wurden die Versuchspflanzen in nur mit Pathogen beimpften Anzuchterden kultiviert.

Um eine Kontamination zu vermeiden, wurden die einzelnen Versuchsglieder mit Folie voneinander getrennt. Nach 21 Tagen wurde die Pflanzengesundheit durch Sichtkontrolle beurteilt. Zusätzlich wurde die Anzahl der aufgelaufenen Samen und das Frischgewicht der Jungpflanzen bestimmt und mit der jeweiligen Kontrollvariante (nur Pathogen) als Maßstab verglichen. Die Ergebnisse wurden mit Hilfe des T-Testes statistisch ausgewertet (Dufner et al., 1992). Die genaue Versuchsanordnung wird in der Abbildung 7 (S. 41) dargestellt.

3.2.6. Nährstoffanalyse der Komposte

In Zusammenarbeit mit dem Institut für Phytomedizin und angewandte Entomologie der Humboldt-Universität zu Berlin, wurden von der Lufa-Potsdam Nährstoffanalysen für die folgenden Kompostproben durchgeführt:

Jessen GmbH - Offene Mietenrotte

Deponie Parkentin - Rottebox

Versuchsreihe 1 (Vorrotte)

J1-R (Randzone)

J1-H (Hauptrottezone)

J1-K (Kernzone)

Versuchsreihe 1 (Vorrotte)

Wegen zu starker Verpilzung des Materials wurde die Nährstoffanalyse nicht durchgeführt.

Versuchsreihe 1 (Nachrotte)

J2-R (Randzone)

J2-H (Hauptrottezone)

J2-K (Kernzone)

Versuchsreihe 1 (Nachrotte)

R2-R (Randzone)

R2-H (Hauptrottezone)

R2-K (Kernzone)

Versuchsreihe 2 (Vorrotte)

J3-R (Randzone)

J3-H (Hauptrottezone)

J3-K (Kernzone)

Versuchsreihe 2 (Vorrotte)

R3-R (Randzone)

R3-H (Hauptrottezone)

R3-K (Kernzone)

Versuchsreihe 2 (Nachrotte)

J4-R (Randzone)

J4-H (Hauptrottezone)

J4-K (Kernzone)

Versuchsreihe 2 (Nachrotte)

R4-R (Randzone)

R4-H (Hauptrottezone)

R4-K (Kernzone)

Um die Düngewirkung der aufgeführten Kompostproben und auf dieser Grundlage auch deren Eignung als Kultursubstrat überprüfen zu können, wurden folgende Parameter untersucht:


41

Abb. 7: Versuchsanordnung


[Titelseite] [1] [2] [3] [4] [5] [6] [7] [Bibliographie] [Anhang] [Danksagung] [Lebenslauf] [Anhang] [Selbständigkeitserklärung]

© Die inhaltliche Zusammenstellung und Aufmachung dieser Publikation sowie die elektronische Verarbeitung sind urheberrechtlich geschützt. Jede Verwertung, die nicht ausdrücklich vom Urheberrechtsgesetz zugelassen ist, bedarf der vorherigen Zustimmung. Das gilt insbesondere für die Vervielfältigung, die Bearbeitung und Einspeicherung und Verarbeitung in elektronische Systeme.

DiML DTD Version 2.0
Zertifizierter Dokumentenserver
der Humboldt-Universität zu Berlin
HTML - Version erstellt am:
Fri Jun 23 18:44:44 2000