Anhang II

Rezepturen

Äthanol-Formaldehyd-Eisessig-Gemisch (AFE )

Äthanol

90 ml

35 - 40 % Formaldehyd

5 ml

100 % Eisessig

5 ml

AFE-Lösung maximal 24 h einwirken lassen, dann auf 50 % Äthanol, letzlich auf 70 % Äthanol verdünnen.

Quantifizierung der Mykorrhizabildung modifiziert nach PHILLIPS und HAYMAN (1970)

1. Wurzeln 24 - 96 h in 10 % KOH bei Raumtemperatur oder bei 40 °C im Trockenschrank einlegen
2. Wurzeln 30 min in 10 % HCL ansäuern
3. 3 min in 0,05 % Trypanblaulösung bei 50 °C färben
4. Wurzeln in Aqua destillata spülen
5. Ausdifferenzierung der Färbung in reiner Milchsäure und Aufbewahrung bei 4 °C

Trypanblaulösung:

Glycerin

70,0 ml

Milchsäure

70,0 ml

Aqua destillata

70,0 ml

Trypanblau

0,105 g

Ringerlösung nach COLLINS (1964)

NaCl AR

4,30 g/ml

KCl AR

0,15 g/ml

CaCl₂ AR

0,24 g/ml

Na₂O₃S₂ _ 5H₂O

1,00 g/ml

Na₂O₃S₂ wasserfrei

0,65 g/ml

Aqua destillata

500,00 ml

pH-Wert

6,60

Präparationsmedium (PVL) nach WALKER (1979)

1. Stocksolution

15 g Polyvinylalkohol-Granulat (50 - 75 % hydrolysiert) werden in 100 ml Aqua destillata im Wasserbad bei 80 °C lösen.

2. PVL-Mounting medium

56 Teile Stocksolution

22 Teile Milchsäure

22 Teile flüssiges Phenol

Die Lösung bei 4 °C aufbewahren.

Anzucht- und Untersuchungsmedien der Bakterien und Pilze

Glycerin-Pepton-Medium nach HIRTE (1961)

Glycerol

20,00 g/ l

Pepton

2,50 g/ l

K₂HPO₄

1,00 g/ l

NaCl

3,00 g/ l

MgSO₄ _ 7H₂O

0,25 g/ l

CaCO₃

0,04 g/ l

FeSO₄ _ 7H₂O

0,01 g/ l

Hefeextrakt

2,00 g/ l

Aqua destillata

1,00 l

Agar-Agar (für festes Medium)

15,00 g/ l

pH-Wert

6,90

Nitrogenaseaktivität ex planta

CC-Medium (halbflüssig) nach RENNIE (1981)

Mannit

5,00 g/ l

Saccharose

5,00 g/ l

50 % Natriumlaktat

0,50 ml

Hefeextrakt

0,10 g/ l

K₂HPO₄

0,80 g/ l

KH₂PO₄

0,20 g/ l

MgSO₄ _ 7H₂O

0,20 g/ l

CaCl₂ _ 2H₂O

0,05 g/ l

NaCl

0,10 g/ l

Na₂MoO₄ _ 2H₂O

25,00 mg/ l

FeSO₄ _ 7H₂O

10,00 mg/ l

Na₂Fe EDTA

28,00 mg/ l

Biotin

5,00 µg/ l

Aminobenzoesäure

10,00 µg/ l

Agar-Agar

1,80 g/ l

Aqua destillata

1,00 l

pH-Wert

7,00

Nitratreduktaseaktivität ex planta

Nährbouillon nach MÜLLER und MELCHINGER (1964)

Fleischextraktwasser

1,00 l

Glukose

5,00 g/ l

Pepton

10,00 g/ l

NaCl

5,00 g/ l

KNO₃

1,00 g/ l

pH-Wert

7,40

Glukose-Asparagin-Agar nach DOMEY (1987)

1. Grundmedium

Glukose

10,00 g/ l

Asparagin

1,00 g/ l

Hefeextrakt

0,20 g/ l

K₂SO₄

0,20 g/ l

MgSO₄ _ 7H₂O

0,20 g/ l

Agar-Agar (für festes Medium)

20,00 g/ l

Aqua destillata

1,00 l

pH-Wert

6,80 - 7,20

2. Phosphate

CaCl₂ _ 6H₂O

3,30 g

Na₃PO₄ _ 12H₂O

3,80 g

Aqua destillata

15,00 ml

Komplexmedium nach NÄVEKE und TEPPER (1979)

Fleischextrakt

10,00 g/ l

Pepton

10,00 g/ l

NaCl

5,00 g/ l

Agar-Agar

18,00 g/ l

Aqua destillata

1,00 l

pH-Wert

7,00

Biomalz-Agar zur Anzucht von Pilzen

Biomalz

30,00 g/ l

Agar-Agar

20,00 g/ l

Streptomycin

0,03 g/ l

Aqua destillata

1,00 l

pH-Wert

5,80

Anhang III

Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf das Wachstum und den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes-Erecta-Hybriden im Kammerversuch unter Gewächshausbedingungen

Zielstellung

Der Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA einzeln und kombiniert auf das Pflanzenwachstum und den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes-Erecta-Hybriden wurde durch Nutzung eines Kammersystems im Gewächshaus auf anlehmigem Sand der Versuchsfläche Berlin-Köpenick geprüft. Die Untersuchungen dienten der Analyse indirekter Ausbreitung autochthoner und inokulierter AMP in den Kammern.

Material und Methoden

Die Anzucht von Pseudomonas fluorescens MIGULA (LINDEMANN, 1991) erfolgte in flüssigem Komplexmedium (NÄVEKE und TEPPER, 1979). Die Suspension wurde 48 - 72 h bei 28 °C inkubiert. Pro Kammer wurden 15 Samen ausgesät. Die Anzucht- und Kulturbedingungen für Tagetes sind in Tab. 8. des Hauptteils dargestellt. Es erfolgte eine Zusatzbelichtung von 14 h/Tag (Lichtstärke 10000 lux). Zu mehreren Terminen wurde die Mykorrhizierung (PHILLIPS und HAYMAN, 1970), die Sproß- und Wurzellänge sowie -frischmassen von Tagetes erfaßt. Der Aufbau der Kammersysteme mit einer Substratkapazität von 450 ml/Kammer erfolgte modifiziert nach SCHÜEPP et al. (1987). Um eine Diffusion von Wirkstoffen in die Bodenlösung benachbarter Kammern zu vermeiden, wurden PVC-Platten eingebaut. 22,5 ml Glomus intraradices-versetzter Blähton (5 Vol.-%) wurde mit dem anlehmigen Sand vermischt. Die Pseudomonas fluorescens MIGULA-Suspension wurde in einer Konzentration von 10⁶ cfu je g Samen inokuliert.

Ergebnisse

Einfluß von Glomus intraradices und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf das Wachstum von Tagetes

Die kombinierte Inokulation von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA führte zu signifikant erhöhten Sproß- und Wurzellängen bzw. -frischmassen und zur zusätzlichen Förderung des Wachstums bei Tagetes im Vergleich zur Einzelinokulation (Tab. A1). Durch die kombinierte Inokulation wurde eine beschleunigte symbiontische Pflanzenentwicklung erzielt. Tagetes gewannen dadurch zeitiger Wachstumsvorteile.

Tab. A1: Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA (Ps. fl. MIGULA) auf die Sproß- und Wurzel-Länge bzw. -Frischmasse von Tagetes im Kammersystem im Gewächshaus auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, n=36, Differenz zur Kontrolle, Signifikanztest nach Tukey =0,05

	Länge		Frischmasse
Varianten	Sproß	Wurzel	Sproß	Wurzel
Kontrolle	[2,7] 1	[2,0] 1	[0,31] 2	[0,12] 2
Isolat 49	1,1	1,0	-0,01	0,03
Ps. fl. MIGULA	1,5	3,3	0,08	0,09
Kombination	1,9	2,0	0,17	0,13
Tukey; 0,05	0,9	1,3	0,18	0,06

¹ cm/Pflanze

² g/Pflanze

Einfluß von Glomus intraradices und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf die Mykorrhizierung

Die kombinierte Inokulation von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA führte zur schnelleren Verpilzung der Wurzeln und zur höchsten Mykorrhizierung im Verlauf der Pflanzenentwicklung. Bei den schnell mykorrhizierenden Tagetes förderte die Beimpfung mit Pseudomonas fluorescens MIGULA eine beschleunigte Besiedlung der Wurzeln mit der autochthonen Mykorrhiza des anlehmigen Sandbodens. In der frühen Wachstumsphase, 10 bis 21 Tage nach der Inokulation, stieg die Mykorrhizierung aller inokulierten Pflanzen kontinuierlich an. Tagetes konnte diesen Entwicklungsvorsprung über einen Monat aufrechterhalten. Nach 35 d war die maximale Mykorrhizierung mit der Plateau-Phase erreicht. Danach nahmen die Inokulationseffekte ab.

Tab. A2: Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA (Ps. fl. MIGULA) auf den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes nach 10, 14, 21, 28, 35 und 41 Tagen im Kammersystem im Gewächshaus auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, n=20, Differenz zur Kontrolle, Signifikanztest nach Tukey =0,05

Varianten		Mykorrhizierungsverlauf nach
	10 Tagen	14 Tagen	21 Tagen	28 Tagen	35 Tagen	41 Tagen
Kontrolle	[0] 1	[1] 1	[20] 1	[40] 1	[60] 1	[60] 1
Isolat 49	4	18	30	30	22	15
Ps. fl. MIGULA	2	9	25	25	10	5
Kombination	6	24	32	40	28	24
Tukey; 0,05	3	7	8	11	7	7

¹ %

Anhang IV

Tabellen des Anhanges

Tab. A3: Edaphische Eigenschaften der Anzuchtböden im Gewächshaus von 1991 - 1996, Bodenanalyse¹ (mg/100 g Boden; Bodentiefe 0 - 30 cm)

Wirtspflanze	Zeit	Jahr		Zusammensetzung	Nt	P2O5	K2O	Salz g/l	pH-Wert
Tagetes	Aussaat	1991/92	Einheitserde Typ S1		10	50	120	0,5	5,5
		1993	Erdenmischung	10 % Tonmudde 20 % Freilanderde 40 % Hochmoortorf 30 % Niedermoortorf
		1995	Einheitserde Typ 0	Fa. Patzer KG	9	0,9	2,2	1,5	5,8
		1996	Einheitserde Typ P	Fa. Patzer KG	13	0,6	20,0	1,5	6,4
Tagetes	Pikieren		Floraton 3		12	19,1	87,1	1,4	5,7
		1995	Erdenmischung	10 % Sand 20 % TKS1 70 % Lehm	14	17,4	39,0	1,1	7,5
		1996	Floragard (TKS1)		8	0,9	3,8	1,3	5,5
Miscanthus	Pflanzung		Humussubstrat Polyhum	Fa. Klasmann-Deilmann	9,8	5,9	31,5	1,1	4,8
		1995	Lehm		4,9	17,4	39,0	1,1	7,5

Tab. A4: Düngung im Zeitraum von 1991 - 1996

Zeitpunkt	Standort	Kultur	Mittel	Zusammensetzung [%]	Düngermenge [g/l]
1996	Gewächshaus	Tagetes	Wuxal-Normal	12 N: 4 P:6 K	2l
1991/96			Wopil	1 N:0,4 P:1,3 K	2
			Volldünger S1	1 N:0,2 P: 2,9 K	2
1991/96	Freiland	Tagetes	MANA Lin B	8 N, 12 P2O4, 24 K2O, 4 MgO	7
	Versuchsfeld	Gladiolen
	Verkehrsinsel	Tagetes
1995	Freiland	Miscanthus	Ausgleichsdüngung schwefelsaurer Kalk Ammoniumnitrat	42 % K 28 % N	2 2l

Tab. A5: Pflanzenschutzmaßnahmen bei Gladiolen und Tagetes im Zeitraum von 1991 - 1996

Jahr	Pflanze	Wirkstoff	Anwendung	Mittel	Menge [%]
1991	Tagetes	Azocyclotin	gegen Spinnmilben (Tetranychus urticae)	Peropal	0,1
1995 1996	Gladiolen	Parathionmethyl	protektiv gegen Gladiolen- blasenfuß Taeniothrips simplex (Mor.)	Wofatox-Konzentrat 50 (Fa. Chemiekombinat Bitterfeld)	0,035

Tab. A6: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=10, Signifikanztest nach Nemenyi =0,05

Varianten	Blütenanzahl/Pflanze
	Tagetes ‘Hawaii’	Tagetes ‘Yellow Supreme’
Kontrolle	5,2	5,7
Isolat 49	6,5	9,6
VAM3	6,3	8,9
PsIA12	6,9	10,4
PsIB2	6,8	9,6
PsI2	7,1	11,3
R39	7,0	9,1
AIA4	6,8	9,3
VAM3+PsIA12	6,7	10,0
VAM3+PsIB2	6,6	9,9
VAM3+PsI2	6,2	10,5
VAM3+R39	6,5	10,0
VAM3+AIA4	6,0	9,9

Tab. A7: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Anzahl Pflanzen mit 0 bis 10 bzw. 11 bis 30 Knospen pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=100, Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Anzahl Pflanzen mit
	0 bis 10 Knospen	11 bis 30 Knospen	0 bis 10 Knospen	11 bis 30 Knospen
	Tagetes ‘Hawaii’		Tagetes ‘Yellow Supreme’
Kontrolle	89	10	82	14
Isolat 49	84	12	61	26
VAM3	88	9	78	38
PsIA12	89	13	56	40
PsIB2	81	10	55	38
PsI2	91	13	55	49
R39	76	20	73	40
AIA4	77	10	72	41
VAM3+PsIA12	80	15	70	36
VAM3+PsIB2	76	22	60	43
VAM3+PsI2	85	12	60	33
VAM3+R39	79	19	64	35
VAM3+AIA4	85	12	94	45

Tab. A8: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Anzahl Pflanzen mit 0 bis 10 bzw. 11 bis 30 Blüten pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=100, Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Anzahl Pflanzen mit
	0 bis 10 Blüten	11 bis 30 Blüten	0 bis 10 Blüten	11 bis 30 Blüten
	Tagetes ‘Hawaii’		Tagetes ‘Yellow Supreme’
Kontrolle	87	12	84	10
Isolat 49	77	19	60	27
VAM3	78	19	74	32
PsIA12	83	19	54	42
PsIB2	74	17	57	36
PsI2	80	24	62	42
R39	79	17	81	32
AIA4	70	17	75	38
				;
VAM3+PsIA12	76	19	67	39
VAM3+PsIB2	76	22	64	39
VAM3+PsI2	78	19	49	43
VAM3+R39	81	17	60	40
VAM3+AIA4	79	18	97	42

Tab. A9: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen bei Tagetes ‘Hawaii’ im Verlauf von zwei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Blütenanzahl pro 100 Pflanzen
	4.8.1995	9.8.1995	14.8.1995	19.8.1995
Kontrolle	1	1	1	5
VAM3	2	6	8	20
PsIA12	5	10	16	31
PsIB2	3	6	10	15
PsI2	3	4	4	14
R39	2	3	5	13
AIA4	0	3	5	10
VAM3+PsIA12	3	5	6	12
VAM3+PsIB2	0	2	4	9
VAM3+PsI2	0	0	0	3
VAM3+R39	5	8	10	13
VAM3+AIA4	1	5	7	10
PsIB2+R39	5	13	16	22
PsIB2+AIA4	4	7	13	22
PsIA12+R39	2	6	9	14
PsIA12+AIA4	2	9	12	17

Tab. A10: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen der Tagetessorte ‘Hawaii’ im Verlauf von drei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1996, Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Blütenanzahl pro 100 Pflanzen
	26.07.1996	01.08.1996	08.08.1996	14.08.1996
Kontrolle	1	4	10	14
VAM3	12	18	22	34
Isolat 49	17	22	32	33
PsIA12	11	21	22	32
PsIB2	19	24	31	36
PsI2	16	28	31	38
R39	14	29	31	36
AIA4	10	23	23	38
VAM3+PsIA12	10	22	26	39
VAM3+PsIB2	16	28	30	36
VAM3+PsI2	8	25	28	31
VAM3+R39	25	28	29	39
VAM3+AIA4	13	27	36	38

Tab. A11: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen der Tagetessorte ‘Yellow Supreme’ im Verlauf von drei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1996, Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Blütenanzahl pro 100 Pflanzen
	26.07.1996	01.08.1996	08.08.1996	14.08.1996
Kontrolle	6	22	27	29
VAM3	38	38	38	39
Isolat 49	26	28	32	35
PsIA12	37	40	40	40
PsIB2	32	37	39	40
PsI2	36	38	38	40
R39	34	35	36	38
AIA4	34	38	39	40
VAM3+PsIA12	39	40	40	40
VAM3+PsIB2	36	37	47	47
VAM3+PsI2	31	32	32	46
VAM3+R39	38	39	39	40
VAM3+AIA4	37	38	39	40

Tab. A12: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 30 Pflanzen bei Gladiolen der Sorte ‘Frührot’ im Verlauf von zwei Wochen 1995 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), Signifikanz nach Chiquadrat-Test =0,05

Varianten	Blütenanzahl pro 30 Pflanzen
	26.7. 1995	28.7. 1995	31.7. 1995
Kontrolle	1	0	2
Isolat 49	6	1	3
VAM3	3	1	2
PsIA12	6	4	3
PsIB2	5	4	5
PsI2	3	0	3
R39	1	1	2
AIA4	1	0	6
VAM3+PsIA12	3	0	2
VAM3+PsIB2	5	1	3
VAM3+PsI2	6	1	0
VAM3+R39	3	0	3
VAM3+AIA4	4	0	2
PsIB2+R39	0	0	2
PsIB2+AIA4	0	0	0
PsIA12+R39	1	1	0
PsIA12+AIA4	0	0	3

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