Jahn, Mareile: Untersuchungen zum Einfluß selektierter arbuskulärer Mykorrhizapilze (AMP) und assoziativer Rhizosphärenbakterien einzeln und kombiniert auf das Wachstum und den Zierwert von Zierpflanzen für den urbanen Bereich

Anhang II

Rezepturen

Äthanol-Formaldehyd-Eisessig-Gemisch (AFE )

Äthanol
90 ml
35 - 40 % Formaldehyd
5 ml
100 % Eisessig
5 ml

AFE-Lösung maximal 24 h einwirken lassen, dann auf 50 % Äthanol, letzlich auf 70 % Äthanol verdünnen.

Quantifizierung der Mykorrhizabildung modifiziert nach PHILLIPS und HAYMAN (1970)

  1. Wurzeln 24 - 96 h in 10 % KOH bei Raumtemperatur oder bei 40 °C im Trockenschrank einlegen
  2. Wurzeln 30 min in 10 % HCL ansäuern
  3. 3 min in 0,05 % Trypanblaulösung bei 50 °C färben
  4. Wurzeln in Aqua destillata spülen
  5. Ausdifferenzierung der Färbung in reiner Milchsäure und Aufbewahrung bei 4 °C

Trypanblaulösung:

Glycerin
70,0 ml
Milchsäure
70,0 ml
Aqua destillata
70,0 ml
Trypanblau
0,105 g

Ringerlösung nach COLLINS (1964)

NaCl AR
4,30 g/ml
KCl AR
0,15 g/ml
CaCl2 AR
0,24 g/ml
Na2O3S2 _ 5H2O
1,00 g/ml
Na2O3S2 wasserfrei
0,65 g/ml
Aqua destillata
500,00 ml
pH-Wert
6,60

Präparationsmedium (PVL) nach WALKER (1979)

1. Stocksolution

15 g Polyvinylalkohol-Granulat (50 - 75 % hydrolysiert) werden in 100 ml Aqua destillata im Wasserbad bei 80 °C lösen.

2. PVL-Mounting medium

56 Teile Stocksolution

22 Teile Milchsäure

22 Teile flüssiges Phenol

Die Lösung bei 4 °C aufbewahren.

Anzucht- und Untersuchungsmedien der Bakterien und Pilze

Glycerin-Pepton-Medium nach HIRTE (1961)

Glycerol
20,00 g/ l
Pepton
2,50 g/ l
K2HPO4
1,00 g/ l
NaCl
3,00 g/ l
MgSO4 _ 7H2O
0,25 g/ l
CaCO3
0,04 g/ l
FeSO4 _ 7H2O
0,01 g/ l
Hefeextrakt
2,00 g/ l
Aqua destillata
1,00 l
Agar-Agar (für festes Medium)
15,00 g/ l
pH-Wert
6,90

Nitrogenaseaktivität ex planta

CC-Medium (halbflüssig) nach RENNIE (1981)

Mannit
5,00 g/ l
Saccharose
5,00 g/ l
50 % Natriumlaktat
0,50 ml
Hefeextrakt
0,10 g/ l
K2HPO4
0,80 g/ l
KH2PO4
0,20 g/ l
MgSO4 _ 7H2O
0,20 g/ l
CaCl2 _ 2H2O
0,05 g/ l
NaCl
0,10 g/ l
Na2MoO4 _ 2H2O
25,00 mg/ l
FeSO4 _ 7H2O
10,00 mg/ l
Na2Fe EDTA
28,00 mg/ l
Biotin
5,00 µg/ l
Aminobenzoesäure
10,00 µg/ l
Agar-Agar
1,80 g/ l
Aqua destillata
1,00 l
pH-Wert
7,00

Nitratreduktaseaktivität ex planta

Nährbouillon nach MÜLLER und MELCHINGER (1964)

Fleischextraktwasser
1,00 l
Glukose
5,00 g/ l
Pepton
10,00 g/ l
NaCl
5,00 g/ l
KNO3
1,00 g/ l
pH-Wert
7,40

Glukose-Asparagin-Agar nach DOMEY (1987)

1. Grundmedium

Glukose
10,00 g/ l
Asparagin
1,00 g/ l
Hefeextrakt
0,20 g/ l
K2SO4
0,20 g/ l
MgSO4 _ 7H2O
0,20 g/ l
Agar-Agar (für festes Medium)
20,00 g/ l
Aqua destillata
1,00 l
pH-Wert
6,80 - 7,20

2. Phosphate

CaCl2 _ 6H2O
3,30 g
Na3PO4 _ 12H2O
3,80 g
Aqua destillata
15,00 ml

Komplexmedium nach NÄVEKE und TEPPER (1979)

Fleischextrakt
10,00 g/ l
Pepton
10,00 g/ l
NaCl
5,00 g/ l
Agar-Agar
18,00 g/ l
Aqua destillata
1,00 l
pH-Wert
7,00

Biomalz-Agar zur Anzucht von Pilzen

Biomalz
30,00 g/ l
Agar-Agar
20,00 g/ l
Streptomycin
0,03 g/ l
Aqua destillata
1,00 l
pH-Wert
5,80

Anhang III

Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf das Wachstum und den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes-Erecta-Hybriden im Kammerversuch unter Gewächshausbedingungen

Zielstellung

Der Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA einzeln und kombiniert auf das Pflanzenwachstum und den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes-Erecta-Hybriden wurde durch Nutzung eines Kammersystems im Gewächshaus auf anlehmigem Sand der Versuchsfläche Berlin-Köpenick geprüft. Die Untersuchungen dienten der Analyse indirekter Ausbreitung autochthoner und inokulierter AMP in den Kammern.

Material und Methoden

Die Anzucht von Pseudomonas fluorescens MIGULA (LINDEMANN, 1991) erfolgte in flüssigem Komplexmedium (NÄVEKE und TEPPER, 1979). Die Suspension wurde 48 - 72 h bei 28 °C inkubiert. Pro Kammer wurden 15 Samen ausgesät. Die Anzucht- und Kulturbedingungen für Tagetes sind in Tab. 8. des Hauptteils dargestellt. Es erfolgte eine Zusatzbelichtung von 14 h/Tag (Lichtstärke 10000 lux). Zu mehreren Terminen wurde die Mykorrhizierung (PHILLIPS und HAYMAN, 1970), die Sproß- und Wurzellänge sowie -frischmassen von Tagetes erfaßt. Der Aufbau der Kammersysteme mit einer Substratkapazität von 450 ml/Kammer erfolgte modifiziert nach SCHÜEPP et al. (1987). Um eine Diffusion von Wirkstoffen in die Bodenlösung benachbarter Kammern zu vermeiden, wurden PVC-Platten eingebaut. 22,5 ml Glomus intraradices-versetzter Blähton (5 Vol.-%) wurde mit dem anlehmigen Sand vermischt. Die Pseudomonas fluorescens MIGULA-Suspension wurde in einer Konzentration von 106 cfu je g Samen inokuliert.

Ergebnisse

Einfluß von Glomus intraradices und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf das Wachstum von Tagetes

Die kombinierte Inokulation von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA führte zu signifikant erhöhten Sproß- und Wurzellängen bzw. -frischmassen und zur zusätzlichen Förderung des Wachstums bei Tagetes im Vergleich zur Einzelinokulation (Tab. A1). Durch die kombinierte Inokulation wurde eine beschleunigte symbiontische Pflanzenentwicklung erzielt. Tagetes gewannen dadurch zeitiger Wachstumsvorteile.

Tab. A1: Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA (Ps. fl. MIGULA) auf die Sproß- und Wurzel-Länge bzw. -Frischmasse von Tagetes im Kammersystem im Gewächshaus auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, n=36, Differenz zur Kontrolle, Signifikanztest nach Tukey alpha=0,05

 

Länge

Frischmasse

Varianten

Sproß

Wurzel

Sproß

Wurzel

         

Kontrolle

[2,7] 1

[2,0] 1

[0,31] 2

[0,12] 2

         

Isolat 49

1,1

1,0

-0,01

0,03

Ps. fl. MIGULA

1,5

3,3

0,08

0,09

Kombination

1,9

2,0

0,17

0,13

         

Tukey; 0,05

0,9

1,3

0,18

0,06

1 cm/Pflanze

2 g/Pflanze

Einfluß von Glomus intraradices und Pseudomonas fluorescens MIGULA auf die Mykorrhizierung

Die kombinierte Inokulation von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA führte zur schnelleren Verpilzung der Wurzeln und zur höchsten Mykorrhizierung im Verlauf der Pflanzenentwicklung. Bei den schnell mykorrhizierenden Tagetes förderte die Beimpfung mit Pseudomonas fluorescens MIGULA eine beschleunigte Besiedlung der Wurzeln mit der autochthonen Mykorrhiza des anlehmigen Sandbodens. In der frühen Wachstumsphase, 10 bis 21 Tage nach der Inokulation, stieg die Mykorrhizierung aller inokulierten Pflanzen kontinuierlich an. Tagetes konnte diesen Entwicklungsvorsprung über einen Monat aufrechterhalten. Nach 35 d war die maximale Mykorrhizierung mit der Plateau-Phase erreicht. Danach nahmen die Inokulationseffekte ab.

Tab. A2: Einfluß von Glomus intraradices (Isolat 49) und Pseudomonas fluorescens MIGULA (Ps. fl. MIGULA) auf den Mykorrhizierungsverlauf von Tagetes nach 10, 14, 21, 28, 35 und 41 Tagen im Kammersystem im Gewächshaus auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, n=20, Differenz zur Kontrolle, Signifikanztest nach Tukey alpha=0,05

Varianten

 

Mykorrhizierungsverlauf nach

 
 

10 Tagen

14 Tagen

21 Tagen

28 Tagen

35 Tagen

41 Tagen

             

Kontrolle

[0] 1

[1] 1

[20] 1

[40] 1

[60] 1

[60] 1

             

Isolat 49

4

18

30

30

22

15

Ps. fl. MIGULA

2

9

25

25

10

5

Kombination

6

24

32

40

28

24

             

Tukey; 0,05

3

7

8

11

7

7

1 %

Anhang IV

Tabellen des Anhanges

Tab. A3: Edaphische Eigenschaften der Anzuchtböden im Gewächshaus von 1991 - 1996, Bodenanalyse1 (mg/100 g Boden; Bodentiefe 0 - 30 cm)

Wirtspflanze

Zeit

Jahr

 

Zusammensetzung

Nt

P2O5

K2O

Salz g/l

pH-Wert

Tagetes

Aussaat

1991/92

Einheitserde Typ S1

 

10

50

120

0,5

5,5

   

1993

Erdenmischung

10 % Tonmudde

20 % Freilanderde

40 % Hochmoortorf

30 % Niedermoortorf

         
   

1995

Einheitserde Typ 0

Fa. Patzer KG

9

0,9

2,2

1,5

5,8

   

1996

Einheitserde Typ P

Fa. Patzer KG

13

0,6

20,0

1,5

6,4

Tagetes

Pikieren

 

Floraton 3

 

12

19,1

87,1

1,4

5,7

   

1995

Erdenmischung

10 % Sand

20 % TKS1

70 % Lehm

14

17,4

39,0

1,1

7,5

   

1996

Floragard (TKS1)

 

8

0,9

3,8

1,3

5,5

Miscanthus

Pflanzung

 

Humussubstrat Polyhum

Fa. Klasmann-Deilmann

9,8

5,9

31,5

1,1

4,8

   

1995

Lehm

 

4,9

17,4

39,0

1,1

7,5

Tab. A4: Düngung im Zeitraum von 1991 - 1996

Zeitpunkt

Standort

Kultur

Mittel

Zusammensetzung [%]

Düngermenge [g/l]

1996

Gewächshaus

Tagetes

Wuxal-Normal

12 N: 4 P:6 K

2l

1991/96

   

Wopil

1 N:0,4 P:1,3 K

2

     

Volldünger S1

1 N:0,2 P: 2,9 K

2

1991/96

Freiland

Tagetes

MANA Lin B

8 N, 12 P2O4, 24 K2O, 4 MgO

7

 

Versuchsfeld

Gladiolen

     
 

Verkehrsinsel

Tagetes

     

1995

Freiland

Miscanthus

Ausgleichsdüngung

schwefelsaurer Kalk

Ammoniumnitrat

42 % K

28 % N

2

2l

Tab. A5: Pflanzenschutzmaßnahmen bei Gladiolen und Tagetes im Zeitraum von 1991 - 1996

Jahr

Pflanze

Wirkstoff

Anwendung

Mittel

Menge [%]

1991

Tagetes

Azocyclotin

gegen Spinnmilben

(Tetranychus urticae)

Peropal

0,1

1995

1996

Gladiolen

Parathionmethyl

protektiv gegen Gladiolen-

blasenfuß

Taeniothrips simplex (Mor.)

Wofatox-Konzentrat 50

(Fa. Chemiekombinat

Bitterfeld)

0,035

Tab. A6: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=10, Signifikanztest nach Nemenyi alpha=0,05

Varianten

Blütenanzahl/Pflanze

 

Tagetes ‘Hawaii’

Tagetes ‘Yellow Supreme’

     

Kontrolle

5,2

5,7

     

Isolat 49

6,5

9,6

VAM3

6,3

8,9

PsIA12

6,9

10,4

PsIB2

6,8

9,6

PsI2

7,1

11,3

R39

7,0

9,1

AIA4

6,8

9,3

     

VAM3+PsIA12

6,7

10,0

VAM3+PsIB2

6,6

9,9

VAM3+PsI2

6,2

10,5

VAM3+R39

6,5

10,0

VAM3+AIA4

6,0

9,9

Tab. A7: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Anzahl Pflanzen mit 0 bis 10 bzw. 11 bis 30 Knospen pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=100, Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Anzahl Pflanzen mit

 

0 bis 10 Knospen

11 bis 30 Knospen

0 bis 10 Knospen

11 bis 30 Knospen

 

Tagetes ‘Hawaii’

Tagetes ‘Yellow Supreme’

Kontrolle

89

10

82

14

         

Isolat 49

84

12

61

26

VAM3

88

9

78

38

PsIA12

89

13

56

40

PsIB2

81

10

55

38

PsI2

91

13

55

49

R39

76

20

73

40

AIA4

77

10

72

41

         

VAM3+PsIA12

80

15

70

36

VAM3+PsIB2

76

22

60

43

VAM3+PsI2

85

12

60

33

VAM3+R39

79

19

64

35

VAM3+AIA4

85

12

94

45

Tab. A8: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Anzahl Pflanzen mit 0 bis 10 bzw. 11 bis 30 Blüten pro Pflanze der Tagetessorten ‘Hawaii’ und ‘Yellow Supreme’ zur Haupternte im Oktober 1996 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), n=100, Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Anzahl Pflanzen mit

 

0 bis 10 Blüten

11 bis 30 Blüten

0 bis 10 Blüten

11 bis 30 Blüten

 

Tagetes ‘Hawaii’

Tagetes ‘Yellow Supreme’

         

Kontrolle

87

12

84

10

         

Isolat 49

77

19

60

27

VAM3

78

19

74

32

PsIA12

83

19

54

42

PsIB2

74

17

57

36

PsI2

80

24

62

42

R39

79

17

81

32

AIA4

70

17

75

38

         ;

VAM3+PsIA12

76

19

67

39

VAM3+PsIB2

76

22

64

39

VAM3+PsI2

78

19

49

43

VAM3+R39

81

17

60

40

VAM3+AIA4

79

18

97

42

Tab. A9: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen bei Tagetes ‘Hawaii’ im Verlauf von zwei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1995, Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Blütenanzahl pro 100 Pflanzen

 

4.8.1995

9.8.1995

14.8.1995

19.8.1995

         

Kontrolle

1

1

1

5

         

VAM3

2

6

8

20

PsIA12

5

10

16

31

PsIB2

3

6

10

15

PsI2

3

4

4

14

R39

2

3

5

13

AIA4

0

3

5

10

         

VAM3+PsIA12

3

5

6

12

VAM3+PsIB2

0

2

4

9

VAM3+PsI2

0

0

0

3

VAM3+R39

5

8

10

13

VAM3+AIA4

1

5

7

10

         

PsIB2+R39

5

13

16

22

PsIB2+AIA4

4

7

13

22

PsIA12+R39

2

6

9

14

PsIA12+AIA4

2

9

12

17

Tab. A10: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen der Tagetessorte ‘Hawaii’ im Verlauf von drei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1996, Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Blütenanzahl pro 100 Pflanzen

 

26.07.1996

01.08.1996

08.08.1996

14.08.1996

         

Kontrolle

1

4

10

14

         

VAM3

12

18

22

34

Isolat 49

17

22

32

33

PsIA12

11

21

22

32

PsIB2

19

24

31

36

PsI2

16

28

31

38

R39

14

29

31

36

AIA4

10

23

23

38

 

VAM3+PsIA12

10

22

26

39

VAM3+PsIB2

16

28

30

36

VAM3+PsI2

8

25

28

31

VAM3+R39

25

28

29

39

VAM3+AIA4

13

27

36

38

Tab. A11: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 100 Pflanzen der Tagetessorte ‘Yellow Supreme’ im Verlauf von drei Wochen auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld) 1996, Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Blütenanzahl pro 100 Pflanzen

 

26.07.1996

01.08.1996

08.08.1996

14.08.1996

         

Kontrolle

6

22

27

29

         

VAM3

38

38

38

39

Isolat 49

26

28

32

35

PsIA12

37

40

40

40

PsIB2

32

37

39

40

PsI2

36

38

38

40

R39

34

35

36

38

AIA4

34

38

39

40

 

     

VAM3+PsIA12

39

40

40

40

VAM3+PsIB2

36

37

47

47

VAM3+PsI2

31

32

32

46

VAM3+R39

38

39

39

40

VAM3+AIA4

37

38

39

40

Tab. A12: Einfluß von AMP und Bakterien auf die Blütenanzahl pro 30 Pflanzen bei Gladiolen der Sorte ‘Frührot’ im Verlauf von zwei Wochen 1995 auf anlehmigem Sand (Versuchsfeld), Signifikanz nach Chiquadrat-Test alpha=0,05

Varianten

Blütenanzahl pro 30 Pflanzen

 

26.7. 1995

28.7. 1995

31.7. 1995

       

Kontrolle

1

0

2

       

Isolat 49

6

1

3

VAM3

3

1

2

PsIA12

6

4

3

PsIB2

5

4

5

PsI2

3

0

3

R39

1

1

2

AIA4

1

0

6

       

VAM3+PsIA12

3

0

2

VAM3+PsIB2

5

1

3

VAM3+PsI2

6

1

0

VAM3+R39

3

0

3

VAM3+AIA4

4

0

2

       

PsIB2+R39

0

0

2

PsIB2+AIA4

0

0

0

PsIA12+R39

1

1

0

PsIA12+AIA4

0

0

3


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