Plaschil, Sylvia: Vergleichende Untersuchungen zur histogenetisch bedingten Sternmusterbildung in der Petalenfärbung bei Camellia L., Myosotis L., Pelargonium L’Herit., Phlox L., Rhododendron L., Saintpaulia H. Wendl., Verbena L.

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Kapitel 1. Einleitung

1.1. Chimärentheorie, Sternblütenmuster und Partnerinduktion

Das Phänomen der Chimärenbildung durch Pfropfung wie bei + Laburnocytisus adamii (Poit.) Schneid. und + Crataegomespilus Simon-Louis (beschrieben bei Winkler , 1913) oder durch Mutation/Knospenvariation ist seit dem 19. Jahrhundert intensiver bekannt ( Cramer , 1907), auch wenn es erst Anfang unseres Jahrhunderts interpretiert und theoretisch begründet wurde. Winkler prägte 1907 als erster den Begriff der ‘pflanzlichen Chimäre’ in Anlehnung an die griechische Mythologie für eine Pflanze, die in seinen Experimenten durch einen Sproß aus dem Verwachsungsgewebe der Pfropfung von Lycopersicon lycopersicum (L.) Karst. ex Farw. (Solanum lycopersicum L.) auf Solanum nigrum L. entstand und eine sektoriale Teilung in beide Partner aufwies.

Baur entwickelte 1908/09 den Begriff der Chimäre anhand von Untersuchungen an Pelargonium zonale (L.) L’Herit. ex Ait. weiter und unterschied in Sektorial- und Periklinalchimären. Jørgensen ( Jørgensen & Crane, 1927) erweiterte diese Einteilung und fügte die Definition der ‘Meriklinalchimäre’ hinzu. Sektorialchimären sind gekennzeichnet durch eine genetische Veränderung in einem Sektor durch alle Sproßscheitelschichten, währenddessen bei Meriklinalchimären die Veränderung in dem Sektor von mindestens einer (aber nicht in allen) Sproßscheitelschicht(en) manifestiert ist.

Bis heute wird die Unterteilung der Chimären in Periklinal-, Sektorial- und Meriklinalchimären beibehalten. Meriklinal- und Sektorialchimären stellen histogenetisch instabile Zustände dar ( Jørgensen & Crane, 1927). Aus ihnen können durch Entmischungs- und Umlagerungsvorgänge Periklinalchimären entstehen. Periklinalchimären sind aus genetisch verschiedenen Geweben aufgebaut, die konzentrisch übereinander liegen. Die unterschiedlichen Schichten sind relativ stabil im Sproßscheitel angeordnet, jedoch können durch spontanen oder induzierten Schichtendurchbruch (layer-perforation), Schichtenaustausch (layer-translocation) bzw. durch spontane oder induzierte Schichtenverdopplung (layer-reduplication) Umlagerungen der Scheitelschichten stattfinden ( Bergann & Bergann, 1962; Pohlheim , 1982, 1986).

Je nach Lage der genetisch verschiedenen Sproßscheitelschichten können die Periklinalchimären in Ekto- und Mesochimären ( Winkler , 1935) unterschieden werden. Als weitere Kategorie sind hier noch die Trichimären zu erwähnen, bei denen drei Sproßscheitelschichten sich in ihrer genetischen Konstitution voneinander unterscheiden ( Bergann & Bergann, 1960). Trichimären existier(t)en unter anderem bei Datura L.


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( Satina et al., 1940) Euphorbia pulcherrima Willd. ( Bergann & Bergann, 1960; Bergann , 1961 a), Dracaena deremensis (N. E. Br.) Engl. ( Pohlheim , 1982), Pelargonium-Zonale-Hybriden ( Bergann & Bergann, 1959) und Pelargonium-Peltatum-Hybriden ( Pohlheim & Plaschil, 1993). Theoretisch sind bei Pflanzenarten mit mehr als drei Schichten im Sproßscheitel, so z.B. bei Schefflera arboricola Hayata, auch Tetrachimären möglich ( Pohlheim , 1982; Pohlheim & Rashid, 1994), in der Praxis wurden sie aber bisher noch nicht gefunden.

Chimärische Pflanzen, auffällig durch Blattmuster, Blütenblattmuster sowie häufige Knospenvariation sind als gärtnerische Kulturen von Interesse und waren bzw. sind häufig Gegenstand wissenschaftlicher Untersuchungen in der Züchtungsforschung. Chimären eignen sich durch Markierung der Gewebe im Laub- und/oder Blütenblatt (z.B. Plastiden-, Anthocyandefekt) als Modellobjekt in der Züchtung und Züchtungsforschung, so z.B. zu Untersuchungen des Aufbaus von Sproßscheiteln, zu Untersuchungen des Anteils der genetisch verschiedenen Sproßscheitelschichten an der Gewebebildung in pflanzlichen Organen ( Winkler , 1913), zu Kreuzungsexperimenten (u.a. Plastidenvererbung) ( Baur , 1908/09), zu Regenerationsversuchen in vivo und in vitro (Eine-Zelle-ein-Scheitel-Theorie, Naylor & Johnson, 1937).

Arbeiten zu Laubblattmustern chimärischen Ursprungs an mono- und dikotylen Pflanzen sind in der Vergangenheit und Gegenwart zahlreich erschienen. Weniger Beachtung findet hingegen die Tatsache, daß auch Blütenfarbmuster verschiedener Gattungen chimärisch bedingt sein können. So gibt es sternmusterblütige Sorten von Camellia L. und Pelargonium L’Herit. ex Ait. schon seit dem vergangenen Jahrhundert, ohne daß die Ursachen dieser Erscheinung bekannt gewesen wären. Einige Untersuchungen zu dieser Thematik, manchmal jedoch unter anderen Problemstellungen, wurden in der Vergangenheit vorgenommen. Bateson (1926) und Chittenden (1927) führten Analysen bei der Myosotis-Sorte ‘Stern von Zürich’ durch, die in der Mitte der blauen Petalen weiße Streifen aufwies. In der Literatur wurde auf die Entstehung des periklinalchimärischen Rhododendron simsii Planch. ‘Varvaeneanum’ verwiesen, der gemusterte Blütenblätter besitzt ( Hjelmquist , 1944). Bei den Folgesorten von ‘Varvaeneanum’ besteht ebenfalls diese typische Musterung.

Farestveit (1968) führte Untersuchungen an Dianthus caryophyllus L. durch, um über Bestrahlungsexperimente die chimärische Blütenstruktur an einer Vielzahl von Nelkensorten nachzuweisen, jedoch handelte es sich in diesen Fällen um


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Periklinalchimären ohne Sternmusterung der Petalen. Ähnliche Versuche an Dianthus wurden von Sawaga & Mehlquist (1957) und Pereau-Leroy (1974) vorgenommen.

Bei Pohlheim (1980) entstanden nach NMH-Behandlung an Saintpaulia ionantha H. Wendl. Pflanzen mit gemusterten Blüten, deren Petalen im Randbereich heller gefärbt waren, jedoch erfaßte diese Zone nicht den gesamten Kronzipfelrand. Im Verlauf weiterer Untersuchungen wies Pohlheim nach, daß dieses Muster an Saintpaulia chimärisch bedingt und durch das Wirken der Partnerinduktion entstanden war. Maatsch soll bereits um 1960 eine Saintpaulia-Variante mit zweifarbigen Sternmusterblüten gefunden haben (Bergann, unveröfftl.). Lineberger & Druckenbrod (1985) führten anatomische Untersuchungen und in vitro-Regenerationsversuche an drei sternblütigen Sorten von Saintpaulia ionantha durch. Ergebnisse weiterführender Forschungen zu dieser Problematik an Saintpaulia wurden 1988 von Peary et al. veröffentlicht.

Arbeiten an einer Petunia hybrida Hort. mit Sternmusterblüten, bei denen mit unterschiedlicher Methodik der Chimärennachweis erbracht wurde, publizierten Pohlheim & Olbricht (1995).

Ausgehend von der Kenntnis, daß Sternmuster an Blüten in vielen Pflanzengattungen existieren und diese aufgrund ihrer Attraktivität für den Zierpflanzenbau von Interesse sind, sollten in vergleichenden Untersuchungen an Camellia L., Myosotis L., Pelargonium, Phlox L., Rhododendron L., Saintpaulia H. Wendl. und Verbena L. die Ursachen der Musterungen analysiert werden. Musterungen an Blüten können bekannterweise durch Infektion, Mustergene, instabile Genzustände und anatomisch oder umweltbedingte Modifikationen entstehen, aber auch chimärischen Ursprungs sein. Schwerpunkt dieser Arbeit ist es, den Nachweis für histogenetisch bedingte Sternmusterungen in der Petalenfärbung für die oben genannten Gattungen zu erbringen, die Farbstoffverteilung in den Petalen zu analysieren sowie Gemeinsamkeiten und Unterschiede in der Musterbildung herauszustellen. Für die Untersuchungen am Blütenblatt sind unter Beachtung der bekannten Voraussetzungen chimärisch bedingter Sternmuster von Petalen ( Rössel , 1990) folgende Kriterien zu prüfen:

  1. Sind die L1- und L2-bürtigen Gewebe der Petalen genetisch verschieden und in welchem von beiden liegt eine Farbstoffdefektmutation vor?
  2. Wird der Blütenfarbstoff in L1-bürtigem und/oder in L2-bürtigem Gewebe gebildet?
  3. Ist die L1 in der Lage, neben epidermalem Gewebe auch einen Teil des Mesophylls der Petalen zu bilden?
  4. Findet zwischen den Geweben eine Partnerinduktion statt und wie wirkt sie?


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Als Partnerinduktion werden ‘interzelluläre Genwirkungen’ bezeichnet ( Bergann , 1961 b, 1962; Pohlheim & Rössel, 1989; Rössel , 1990), die auftreten können, wenn genetisch unterschiedliche Gewebe in direktem Kontakt stehen, wie z.B. bei Periklinalchimären. Zwei verschiedene Wirkungsrichtungen der Partnerinduktion werden voneinander abgegrenzt ( Pohlheim & Rössel, 1989; Rössel , 1990):

  1. Hemmwirkung des genetisch defekten Partners auf den unmutierten Partner bei der Merkmalsausbildung (Bleichwirkung im Laubblatt bei der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘A Happy Thought’ ( Bergann , 1961 b, 1962; Pohlheim & Rössel, 1989))
  2. Kompensationswirkung des genetisch intakten Partners auf den mutierten Partner bei der Merkmalsausbildung (Kompensation des Anthocyandefekts des L1-bürtigen Gewebes im Blütenblattbinnenfeld bei der Pelargonium-Zonale-Hybride ’Rosa Liebling’ ( Pohlheim & Rössel, 1989; Rössel , 1990))

Im Einklang mit den Kriterien für die Blütenblattanalysen sollen weitere Fragen überprüft werden:

  1. Ist eine Segregation (Entmischung) in die genetisch verschiedenen Sproßscheitelschichten und damit die Etablierung von Homohistonten möglich; welche Methoden lassen sich anwenden?
  2. Finden spontane Umlagerungsprozesse an den Pflanzen statt; wenn ja, in welcher Art und Weise?
  3. Lassen sich die Sproßscheitelschichten und ihre Gewebe doppelt markieren bzw. Cytochimären induzieren?

Bei pflanzlichen Chimären vereinfacht die ‘doppelte Markierung’ einzelner Sproßscheitelschichten die Analyse des histologischen Ursprungs von Geweben und der Differenzierungsprozesse von Organen sowie der Abstammung von vegetativen Regeneraten. Das Prinzip der ‘doppelten Markierung’ wurde erstmalig von Pereau-Leroy (1974) bei den Bestrahlungsversuchen an Dianthus caryophyllus L. angewandt. Farbmarkierte Scheitelschichten (anthocyandefekt/anthocyanintakt) erhielten durch Kolchizinierung eine zusätzliche Ploidiemarkierung. Die Segregation der markierten Merkmale erfolgte nach der Bestrahlung gekoppelt und erbrachte damit den Chimärennachweis für das Pflanzenmaterial. Eine andere Art der ‘doppelten Markierung’ ist die Kombination von Chlorophyll- und Anthocyandefekt, wie sie Peary et al. (1988)


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als Analyseprinzip für den Nachweis von Chimären bei Saintpaulia ionantha H. Wendl. nutzten. Mit ‘Candy Lou’ stand eine Sorte zur Verfügung, die sowohl variegate Laubblätter als auch Sternmusterblüten besaß. Ziel der Versuche war es, ebenfalls eine gekoppelte Entmischung der Laub- und Blütenblattmarkierungen (auf vegetativem Weg) zu erreichen. In vitro-Regenerate zeigten wieder variegate Laubblätter, aber überwiegend monochromatische Blüten. Daraus leiteten die Autoren ab, daß nur das Blütenmuster von ’Candy Lou’ chimärisch bedingt war.

Zur ‘doppelten Markierung’ erweist sich die zusätzliche Polyploidisierung von Sproßscheitelschichten an Periklinalchimären mit Chlorophyll- oder Anthocyandefekten durch Kolchizinapplikation (Induktion von Ploidiechimären bzw. Cytochimären ( Satina et al., 1940)) als besonders gut geeignet ( Pohlheim & Rössel, 1989; Rössel , 1990). Anhand der Ploidiemarkierung sind Untersuchungen der mutierten Sproßscheitelschichten und deren Gewebe schon in frühen Entwicklungsstadien möglich.

1.2. Blütenfarbstoffe

Bei den in der Arbeit dargestellten Blütenblattuntersuchungen des Pflanzenmaterials stehen die Analyse der Farbstoffverteilung in den Petalen sowie die Wirkungen zwischen den Geweben betreffs der Farbstoffbildung (Partnerinduktion) im Vordergrund. Dabei wird nur das Vorhandensein von Farbstoff in den einzelnen Geweben angegeben und die Einteilung in anthocyanintakt bzw. anthocyandefekt vorgenommen. Eine genaue Klassifizierung der Blütenpigmente erfolgt nicht, aber die Entstehung der Blütenfarben soll im Folgenden kurz Berücksichtigung finden.

Flavonoide sind die wesentlichen Blütenpigmente zur Bildung der Blütenfarben Rot bis Violett. Aurone und Chalcone führen zu gelbgefärbten Blüten, jedoch entstehen die Blütenfarben Gelb und Orange hauptsächlich durch Karotinoide.

Zu den Flavonoiden zählen Flavone, Flavonole und Anthocyanidine. Während Flavone und Flavonole die Pigmentierung indirekt beeinflussen, sind Anthocyanidine direkt für die Blütenfarbstoffbildung verantwortlich ( Martin & Gerats, 1993).

Die Anthocyanidine Pelargonidin (orange, lachsfarben), Cyanidin (rot), Päonidin (rot), Delphinidin (Purpur bis blau), Petunidin und Malvidin (purpurrot) kommen am häufigsten vor ( Tab.1 ). Weiße Blüten enthalten oft in ihrem Zellsaft Leukanthocyanidine, farblose Modifikationen der Anthocyanidine ( v. Denffer , 1983).


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Tab. 1: Übersicht der wichtigsten Anthocyanidine nach Wiering & de Vlaming (1984)

Chemische Formel

Anthocyanidin

R1

R2

Pelargonidin (Pg)

H

H

Cyanidin (Cy)

Päonidin (Pn)

Delphinidin (Dp)

Petunidin (Pt)

Malvidin (Mv)

OH

OHC3

OH

OHC3

OHC3

H

H

OH

OH

OHC3

Aus den Anthocyanidinen (Anthocyan-Aglycon) werden mit einer Zuckerkomponente (Glukose, Galaktose oder Rhamnose) die Anthocyane gebildet. Durch die Glykolisierung erhöht sich die Stabilität der Anthocyanidine. Der Zuckerteil führt auch zu einer größeren Löslichkeit ( Swain et al., 1976) und verhindert wahrscheinlich das Auslaufen der Anthocyanidine aus der Vakuole ( Marty et al., 1980). Die Anthocyane befinden sich ausschließlich in den Vakuolen ( Swain et al. , 1976; Wagner , 1979).

Das Verhältnis zwischen den verschiedenen Anthocyanidinen entscheidet die Ausprägung der Blütenfarbe. Außerdem beeinflussen Kopigmente (u.a. Flavone und Flavonole), andere Pigmente (z.B. Aurone und Karotinoide), Metallionen (Bildung von Chelat-Komplexen) und der pH-Wert der Vakuolen die Blütenfarbe ( Martin & Gerats, 1993).

Mutationen, die frühe Stufen der Farbstoff-Biosynthese betreffen, führen zu farbstofffreiem Gewebe, währenddessen die Blockierung späterer Stufen in Veränderungen der Anthocyane resultiert. Gleichfalls können Mutationen zu einer Steigerung oder Abschwächung bzw. zur modifizierten Verteilung der Flavonoid-Produktion in der Blüte führen ( Martin & Gerats, 1993). Darüber hinaus ist es möglich, daß Mutationen indirekt die Blütenfarbe verändern, so durch Modifikation anderer Metabolismen wie z.B. der von Karotinoiden oder durch die Modifikation der physiochemischen Bedingungen der Vakuole, wo die Anthocyanidine akkumuliert werden ( Harborne , 1962).

Einen Einfluß auf die Regulation der Anthocyan-Biosynthese besitzt auch der Faktor Licht. Drei Typen der Photoreaktion sind bekannt: die Phytochrom-Reaktion, die Reaktion auf blaues Licht und die Reaktion auf UV-B-Licht, obwohl es bisher nicht sicher ist, ob drei unabhängige Photorezeptoren beteiligt sind. Generell läßt sich einschätzen, daß der Einfluß des Lichtes auf die Expression der Biosynthese-Gene von vollständiger Lichtabhängigkeit


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bis zur Lichtunabhängigkeit variieren kann. Der Beitrag des Lichtes zu der Anthocyan-Biosynthese kann von Pflanzenart zu Pflanzenart, von Gewebe zu Gewebe und von Gen zu Gen verschieden sein ( Martin & Gerats, 1993).

Im Zusammenhang mit dem Lichteinfluß auf die Anthocyanbildung ist noch auf ein mögliches gekoppeltes Wirken mit der Temperatur hinzuweisen. Häufig verblassen Blütenfarben bei geringer Lichtintensität und höheren Temperaturen, da der Kohlenhydrat-stoffwechsel ungünstig beeinflußt wird ( Rünger , 1976).

Einen anderen Aspekt der Blütenfarbstoffbildung stellt das Entstehen neuer Blütenfarben durch die Chimärenbildung ( Pereau-Leroy , 1974) und die Partnerinduktion Bergann , 1961 b, 1962; Pohlheim & Rössel, 1989; Rössel , 1990) dar.

Analysen zur Anthocyan-Biosynthese bei Pelargonium-Zonale-Hybriden führten Hassenpflug & Forkmann (1995) durch. Nach ihren Erkenntnissen können bis zu sechs der häufigsten Anthocyanidine (Pelargonidin, Cyanidin, Päonidin, Delphinidin, Petunidin, Malvidin) gleichzeitig in Pelargonium vorkommen. Cyanidin wurde am häufigsten gefunden, Pelargonidin war dagegen quantitativ am stärksten vertreten. Außer den Anthocyanidinen wurden das Flavanon Naringenin, die Dihydroflavonole Dihydroquercetin und Dihydromyricetin sowie die Flavonole Kämpferol und Quercetin in Blütenknospen bzw. Blütenblättern nachgewiesen.

Bei Rhododendron simsii Planch. analysierte de Loose (1970) die Blütenpigmente. Er wies die Anthocyanidine Cyanidin, Päonidin und Malvidin sowie die Flavonole Quercetin, Myricetin und Azaleatin nach. Weiterhin fand de Loose heraus, daß das Verhältnis zwischen Anthocyanidinen und Flavonolen, die Pigmentkonzentration und die Zuckerkomponente der Anthocyanidine neben der Pigmentart maßgeblich für bestimmte Blütenfarben verantwortlich sind.

Blütenpigmentbestimmungen bei Saintpaulia ionantha wurden von Khokhar et al. (1982) und Smith (1990 a-c, 1991 a/b) vorgenommen. Das Vorkommen der Anthocyanidine Pelargonidin, Päonidin, Malvidin, von Flavonolen sowie von Chlorophyll und Karotinoiden ließ sich belegen (vgl. Kap. 4.2 .) Unterschiede in der Zuckerkomponente der Anthocyane führen dabei zu verschiedenen Blütenfarben.


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