Plaschil, Sylvia: Vergleichende Untersuchungen zur histogenetisch bedingten Sternmusterbildung in der Petalenfärbung bei Camellia L., Myosotis L., Pelargonium L’Herit., Phlox L., Rhododendron L., Saintpaulia H. Wendl., Verbena L.

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Kapitel 2. Material und Methoden

2.1. Pflanzenmaterial

Für die Untersuchungen zur histogenetisch bedingten Sternmusterbildung von Petalen wurden verschiedene Sorten der Gattungen Camellia L., Myosotis L., Pelargonium L’Herit. ex Ait., Phlox L., Rhododendron L., Saintpaulia H. Wendl. und Verbena L. genutzt, die unter anderem von Prof. F. Pohlheim, Dr. R. Biele, Dr. H. Grüneberg und Diplom-Gartenbauingenieur K. Olbricht zur Verfügung gestellt wurden.

2.1.1. Gattung Camellia L.

Camellia japonica L., die aus Japan, Korea, Taiwan und von den Riukiu-Inseln stammt, gehört zur Familie der Theaceae. 1739 kam die erste Kamelie nach Europa (England), die älteste lebende Kamelie Europas (1770) ist in Dresden zu finden.

Es wurden die Sorten 'Palazzo Tursi', ‘Contessa Lavinia Maggi’, ‘Maria Morren’ und ‘Mathotiana’ der Art Camellia japonica L. untersucht. ‘Palazzo Tursi’ besitzt gefüllte, rote Blüten ( Abb.2 ). An ‘Contessa Lavinia Maggi’ traten rote Sports auf, die als ‘Contessa Lavinia Maggi Rosea’ in das Sortiment eingeführt wurden. Der rote Sport repräsentiert wahrscheinlich die Ausgangsform von ‘Contessa Lavinia Maggi’ ( Treseder & Hyams, 1975).

Abb. 1: Blüte von Camellia japonica ‘Palazzo Tursi’

Abb. 2: Blüte von Camellia japonica ‘Contessa Lavinia Maggi’


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Die heute als Camellia japonica ‘Mathotiana’ bezeichnete Sorte entspricht nicht mehr der originalen, europäischen Sorte mit diesem Namen. Es wird angenommen, daß es sich bei der heutigen ‘Mathotiana’ um eine amerikanische Sorte handelt, die 1840 eingeführt und möglicherweise falsch beschriftet wurde ( Macoboy , 1984). Außerdem entstanden im Laufe der Zeit mehrere Farbvarianten von ‘Mathotiana’, die mit einem Zusatz unter dem gleichen Namen geführt werden, z.B. ‘Mathotiana Rosea’ ( Noble & Graham, 1976).

Abb. 3: Blüten von Camellia japonica ‘Mathotiana’

Eine für die Untersuchungen unter dem Namen ‘Mathotiana’ verwendete Kamelie besaß gefüllte weiße Blüten mit unterschiedlich großen roten und rosafarbenen Streifen auf den weißen Petalen oder völlig gefärbten Blütenblättern,). Es traten auch einheitlich rote Blüten auf ( Abb. 3 , Abb. 4 ). Wahrscheinlich handelt es sich bei der vorliegenden Form um ‘Mathotiana Special’ oder ‘Mathotiana Supreme var.’ ( Noble & Graham, 1976).

Abb. 4: Camellia japonica ‘Mathotiana’; links: variegate Blüte, rechts: rote Blüte


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Abb. 5: Blüte von Camellia japonica ‘Maria Morren’

‘Maria Morren’ trägt weiße gefüllte Blüten, auf deren Petalen über den gesamten Bereich unregelmäßig hellrosa Streifen auftreten ( Abb. 5 ).

Mit der RHS Colour Chart (1995) wurden die Blütenfarben der Camellia-Sorten bestimmt, sie sind in der Tabelle 2 ( Tab.2 ) aufgelistet.

Tab. 2: Mit der RHS Colour Chart (1995) bestimmte Blütenfarben an dem Camellia-Untersuchungsmaterial

‘Contessa Lavinia Maggi’

‘Maria Morren’

‘Mathotiana’

‘Palazzo Tursi’

weiß

 

weiß

 

weiß

 

rot

46 B

hellrosa

55 B

rosa

55 B

hellrosa

55 A

dunkelrosa

58 C

dunkelrosa

63 C

rot

52 A

2.1.2. Gattung Myosotis L.

Die Gattung Myosotis L. (Vergißmeinnicht) gehört zur Familie der Boraginaceae. Der Name Myosotis entstammt der griechischen Sprache und bedeutet ‘Mäuseöhrchen’.

In der Literatur ( Moll , 1915; Bateson , 1926) wurde von sternblütigen Myosotis alpestris F. W. Schmidt (‘Stern von Zürich’ und ‘Weirleigh Surprise’) berichtet. Da diese Sorten nicht auffindbar waren, wurde ein ähnliches Modellobjekt dieser Gattung gesucht. Am Wildstandort in Österreich (Pöllatal) konnten 1994 Exemplare und Samenstände von Myosotis scorpioides L. em. Hill. (Sumpf-Vergißmeinnicht) entnommen werden. Da die blauen Blüten dieser Pflanzen innen helle Streifen zeigten, erschienen sie für die Analysen geeignet.

Myosotis scorpioides, beheimatet an feuchten Standorten Europas und Sibiriens, ist eine ausdauernde Pflanze mit einer langgliedrigen, weit kriechenden Grundachse und aufsteigenden oder aufrechten Sprossen. Blüten von Myosotis scorpioides sind in wickelartigen, später verlängerten und lockeren Trauben angeordnet ( Parey , 1960). Wegen der kriechenden Grundachse könnten sich chimärische Muster an Myosotis scorpioides gut vegetativ erhalten lassen.


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2.1.3. Gattung Pelargonium L’Herit. ex Ait.

Innerhalb dieser Gattung wurden Vertreter der zwei bedeutendsten, kultivierten Pelargonium-Hybridgruppen, Pelargonium-Zonale-Hybriden und Pelargonium-Peltatum-Hybriden, untersucht. Sie gehören zur Familie der Geraniaceae und haben ihre Heimat in Südafrika. Heutige Pelargonium-Peltatum-Hybriden sind auf mehrere Ursprungsarten zurückzuführen. Dabei wird angenommen, daß sie aus Kreuzungen von Pelargonium peltatum (L.) L’Herit. ex Ait. und verschiedenen Arten des Subgenus Ciconium wie z.B. P. zonale (L.) L’Herit. ex Ait., P. inquinans (L.) L’Herit. ex Ait., P. hybridum hervorgegangen sind ( Clifford , 1970). Jedoch können Pelargonium peltatum und Pelargonium lateripes als wesentliche Ursprungsarten angesehen werden, da sich die Merkmale beider Arten mit unterschiedlicher Ausprägung bei den Kulturvarianten zeigen ( Rupprecht & Mießner, 1985; Gugenhan, 1981). An der Entstehung von Pelargonium-Zonale-Hybriden sind Pelargonium zonale (L.) L’Herit. ex Ait. und Pelargonium inquinans (L.) L’Herit. ex Ait. beteiligt, wobei die Behaarung des Laubblattes und die Größe der Korolla mehr auf P. inquinans, die Anzahl der Blüten aber mehr auf P. zonale zurückgehen ( Knuth & Engler, 1912).

Untersuchungsobjekt bei den Pelargonium-Zonale-Hybriden war die ‘A Happy Thought’-Sortengruppe. ‘A Happy Thought’ (AHT) ist eine rote, einfachblühende, diploide Pelargonie ( Abb. 6 ) mit weiß-grünem Laubblatt (Weißkernperiklinalchimäre-GGW), die 1877 in Großbritannien von Lynes eingeführt wurde ( Clark , 1988). An AHT entstand durch vermutlich spontane Mutation eine neue Blütenfarbform mit hellrosa Blütenblattrand und kräftig rosafarbener Blütenblattmitte ( Abb. 7 ), die unter dem Namen ‘Pink Happy Thought’ (PHT) im Sortiment geführt wird ( Clifford , 1970). Das genaue Entstehungs-jahr von PHT wurde nicht angegeben, aber PHT wird schon bei Wood (1966) erwähnt. Sowohl bei AHT als auch bei PHT gibt es eine Variante mit völlig grünem Laubblatt.

Abb. 6: Blüte der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘A Happy Thought’

Abb. 7: Blüten der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘Pink Happy Thought’


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Abb. 8: Blüten der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘Pink Happy Thought’/1

Von PHT existiert nach spontanem Auftreten zusätzlich eine Blütenvariante mit einheitlich hellrosa Blütenfarbe und grünem Laubblatt, die in der Arbeit als PHT/1 bezeichnet wird ( Abb. 8 ).

Abb. 9: Blüte der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘Mr. Wren’

Die Pelargonium-Zonale-Hybride ‘Mr. Wren’ ist eine amerikanische Sorte (diploid) mit weißen Blütenblatträndern und davon scharf abgegrenztem roten Binnenfeld ( Abb. 9 ), die in Conn (Kalifornien) im Garten eines Mr. Wren gefunden wurde ( Clifford , 1970).

Zu vergleichenden Untersuchungen wurde eine mit Sortennamen unbekannte, aus Lednice stammende, Pelargonium-Zonale-Hybride herangezogen, die im folgenden mit ‘Lednice’ benannt wird. Sie hat keine Sternmusterblüten, die Petalenform dient jedoch als analoges Beispiel. ‘Lednice’ besitzt lachsfarbene Blüten (RHS: 44 D) mit gezackten Petalenrändern ( Abb. 10 ). Spontan entstand an ‘Lednice’ eine Form mit verändertem Laubblatt und roten Blüten mit normalem, glatten Rand ( Abb. 10 ), die als ‘Lednice’, rote Variante (RHS: 40 A) bezeichnet wird. Verglichen mit Beschreibungen und Abbildungen könnte es sich bei ‘Lednice’ um die Sorte ‘Skelly’s Pride’ handeln, die von ‘Flame’ (rot) abstammen soll und häufig wieder die rote Variante zeigt ( Clifford , 1970).


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Abb. 10: Blüten der Pelargonium-Zonale-Hybride ‘Lednice’; links: Ausgangsform, rechts: rote Variante

Von den Pelargonium-Peltatum-Hybriden wurde die Sortengruppe ‘Ville de Paris’ (VdP) ausgewählt. Durch spontane und induzierte Mutation entstanden in verschiedenen Gartenbaufirmen unabhängig voneinander verschiedene Blütenfarbvarianten von ‘Ville de Paris’, einer französischen Sorte des 19. Jahrhunderts.

Besonders von Interesse ist hierbei die Sorte ‘Lila-Luisenhof’ (Syn. ‘Lila Cascade’, ‘Lila Balcon’) und ihre Sports. ‘Lila-Luisenhof’ (Llh) hat lila Blüten mit einem hellila Petalenrand und einer etwas intensiver lilagefärbten Petalenmitte ( Abb. 11 ), das Laubblatt

Abb. 11: Blüten der Pelargonium-Pelta-tum-Hybride ‘Lila-Luisenhof’

ist grün. Von LLh liegt eine Form mit Weißkernblättern (Chlorophylldefekt in L3) vor. Weiterhin existieren eine Variante mit schmalen Blütenblättern (LLh/2) ( Abb. 12 ), die im Sternmuster LLh gleicht (aber einen weißen ‘Schlund‘ besitzt) und eine Variante (LLh/1) mit völlig hellila Petalen (L1-Reduplikation) und grünem Laubblatt ( Abb. 13 ).


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Abb. 12: Blüten der Pelargonium-Peltatum-Hybride LLh/2

Abb. 13: Blüten der Pelargonium-Peltatum-Hybride LLh/1

Tab. 3: Mit der RHS Colour Chart (1995) bestimmte Blütenfarben bei dem Pelargonium- Untersuchungsmaterial

Sorte Petalenrand Petalenmitte
‘A Happy Thought’ rot 46 C rot 46 C
‘Pink Happy Thought’ hellrosa 57 D pink 57 C
‘Pink Happy Thought’/1 hellrosa 57 D hellrosa 57 D
‘Mr. Wren’ weiß rot 40 A
‘Lednice’ lachsfarben 43 C lachsfarben 43 C
‘Lednice’/rote Variante rot 43 B rot 43 B
‘Lila-Luisenhof’ hellila 66 D lila 66 C
‘Lila-Luisenhof’/1 hellila 66 D hellila 66 D
‘Lila-Luisenhof’/2 hellila 66 D lila 66 C


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2.1.4. Phlox subulata L.

Abb. 14: Phlox subulata ‘Striped Candy’

Phlox subulata L. zählt zu der Familie Polemoniaceae. Von der Art Phlox subulata (Moosphlox) stand die Sorte ‘Striped Candy’ (Syn. ‘Mikado’), die aus Tasmanien oder Japan stammt ( Fuchs , 1994), zur Verfügung. Sie besitzt ein Sternblütenmuster mit einer rosa Blütenblattmitte (RHS: 74 D) und weißen Blütenblatträndern ( Abb. 14 ).

2.1.5. Gattung Rhododendron L.

Eine der bekanntesten Topfpflanzen Europas ist Rhododendron simsii Planch., der zur Familie Ericaceae gehört. Diese Art stammt aus Ostasien.

Rhododendron simsii ‘Inga’ ( Abb. 15 ), dessen Blüten ein Sternmuster (weiß/rosa) besitzen und zwei weitere, mit dem Sortennamen unbekannte, sternmusterblütige weiß-rosafarbene Rhododendron simsii ( Abb. 16 ) sowie eine rotblühende Sorte (Name unbekannt) wurden für Analysen der Farbstoffverteilung genutzt. Die Sorte ‘Inga’ entstand als Sport von ‘Helmut Vogel’ (karminrot) im Jahre 1973 ( de Loose , 1979).

Abb. 15: Blüte von Rhododendron simsii ‘Inga’

Abb. 16: Blüte von Rhododendronsimsii, ungefüllt


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2.1.6. Gattung Saintpaulia H. Wendl.

Saintpaulia ionantha H. Wendl., beheimatet im Usambaragebirge Ostafrikas, ist der Familie der Gesneriaceae zuzuordnen. 1892 wurde sie von Baron von Saint Paul nach Deutschland eingeführt und 1893 erstmalig von Wendland in der Gartenflora beschrieben. Schnell fand Saintpaulia in Europa und Amerika Verbreitung und wurde züchterisch umfangreich bearbeitet, so daß das heutige Sortiment hauptsächlich aus Hybridpflanzen besteht.

Für Untersuchungen wurden sechs Sorten der ‘Chimera’-Gruppe von Royal Eveleens ausgewählt. Alle ‘Chimera’-Sorten haben zweifarbige Blüten, die in ihrem Aussehen einem Speichenrad (pinwheels) ähneln ( Erhardt & Erhardt, 1993). Sortennamen und Blütenfarben sind der Abbildung 17 ( Abb. 17 ) und der Tabelle 4 ( Tab.4 ) zu entnehmen.

Abb. 17: Blüten der verwendeten ‘Chimera’-Sorten von Saintpaulia ionantha

’Amanda’

‘Jantien’

‘Mandy’

‘Myrthe’

‘Tineke’

‘Valerie’


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Tab. 4: Mit der RHS Colour Chart (1995) bestimmte Blütenfarben bei den ‘Chimera’-Sorten von Saintpaulia ionantha

Sorte Blütenblattrand/RHS Blütenblattmitte/RHS Blütenform
‘Amanda’ rosa 72 C rot 72 A zygomorph,häufig 6 Petalen
‘Jantien’ hellviolett 87 D dunkelviolett 87 A zygomorph
‘Mandy’ weiß blau 89 C radiär
‘Tineke’ creme 69 C-D hellblau 91 A-B zygomorph
‘Myrthe’ weiß purpur 78 A gekräuselter Petalen-rand, zygomorph
‘Valerie’ rosa 75 B-C blau 90 C zygomorph

Abb. 18: Blüte einer Saintpaulia mit Sternmuster (Name unbekannt)

Darüber hinaus fand eine Saintpaulia mit einem den ‘Chimera’-Sorten ähnlichen Blütenmuster Verwendung (Sortenname unbekannt). Sie besitzt Blüten mit einem violetten Petalenrand und einem weißen Petalenbinnenfeld ( Abb. 18 ). Häufig traten an dieser Pflanze Seitensprosse mit völlig violetten (RHS: 78 A) Blüten auf, die als Klon etabliert und zum Vergleich genutzt wurden.

2.1.7. Gattung Verbena L.

Hauptverbreitungsgebiete der Familie Verbenaceae (Eisenkrautgewächse) sind die Tropen und Subtropen, insbesondere Südostasien, der Malayische Archipel, Mittel- und Südamerika sowie die Westindischen Inseln. Sowohl in Europa als auch in Afrika sind nur wenige Gattungen der Verbenaceae beheimatet. Zu den Ausgangsarten der heutigen Verbena-Hybriden zählen V. peruviana (L.) Britt., V. phlogiflora Cham., V. incisa Hook.


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und V. platensis Spreng.. Blüten der Hybriden sind in doldenartigen, dichten Ähren angeordnet ( Parey , 1960).

Abb. 19: Blüten der Verbena-Hybride ‘Aphrodite’

Aus der Gattung Verbena L. wurde das Unter-suchungsobjekt Verbena-Hybriden ‘Aphrodite’ aufgrund der weiß-violetten (RHS: 80 A-81 A) Sternmusterblüten ausgewählt ( Abb. 19 ). Darüber hinaus gibt es bei Verbena noch weitere gemusterte Sorten, über deren Entstehung nichts Näheres bekannt ist. Sie standen für die Untersuchungen nicht zur Verfügung. Verbena-Hybriden besitzen 10 (= 2x) ( Beale , 1940) oder 20 (= 2x) Chromosomen ( Furusato , 1940).

2.2. Methoden

2.2.1. Vermehrung

Die Untersuchungspflanzen wurden vegetativ über Kopf- bzw. Teilstecklinge vermehrt und verklont und über den gesamten Untersuchungszeitraum im Gewächshaus kultiviert.

2.2.2. Segregation

Eine Segregation (Entmischung) des chimärischen Pflanzenmaterials kann durch Wurzelaustriebsversuche, auch Bateson-Test genannt ( Bateson , 1916), Selbstungen und Adventivsproßbildung in der in vitro-Kultur erreicht werden oder sie erfolgt spontan an der Pflanze durch Reduplikation oder Perforation.

Für den Bateson-Test entfernt man die Sproßachse der Pflanze und legt kräftige Wurzeln von Erde frei. Die Wurzeln hält man unter gespannter Luft, bis ein Wurzelaustrieb induziert wird, den man dann bei ausreichender Größe als Steckling entnimmt und weiterkultiviert.

Zu Selbstungen werden die Blütennarben der Pflanzen künstlich mit Pollen derselben Pflanze oder Pflanzen desselben Klones bestäubt. Bei Pelargonium werden die reifen Samen zur besseren Wasseraufnahme angeritzt und auf feuchtem Filterpapier in Petrischalen zur Keimung ausgelegt. Nach der Keimung lassen sich die Sämlinge in Erdtöpfe pikieren und weiterkultivieren. Samen von Saintpaulia ionantha werden auf


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feingesiebter Erde in Petrischalen ausgesät und bei ausreichender Größe zur Weiterkultur pikiert und getopft.

An chimärischen Pflanzen können durch Schichtenverdopplung oder Schichtenperforation spontan Entmischungen auftreten. Diese entmischten Sprosse können vegetativ über Stecklinge vermehrt und als neue Klone aufgebaut werden.

Segregation in vitro erreicht man über eine Kalluskultur. Dazu werden Pflanzenteile sterilisiert und auf Kallusmedium ausgelegt oder Sproßspitzen werden in vitro steril kultiviert und Pflanzenteile davon dann zur Kalluskultur entnommen.

2.2.3. In vitro-Kultur

Ein Teil des Untersuchungsmaterials wurde in vitro kultiviert. Für Pelargonium, Verbena und Phlox fand ein MS-Medium ( Murashige & Skoog, 1962) mit der halben Konzentration der Makrosalze Verwendung, dem als Kallus- bzw. Regenerationsmedium Phytohormone zugesetzt wurden ( Tab.5 ).

Tab. 5: Übersicht des Phytohormonzusatzes der Kallusmediumvarianten

Variante

NAA in mg/l

Kinetin in mg/l

IES in mg/l

BAP in mg/l

1

1

2

-

-

2

2

4

-

-

3

1

4

-

-

4

2

2

-

-

5

0,5

1

-

-

6

1

1

-

-

7

0,5

2

-

-

8

-

-

2

2

9

-

-

1

2

10

-

-

1

1

Als Nährmedium für Saintpaulia ionantha fand ein nach Zaid (1989) modifiziertes Heterotrophmedium von Jungnickel & Gliemeroth (1986) Verwendung (Zusammen-setzung siehe Tab.6 ). In den Regenerationsversuchen wurde das Nährmedium ebenfalls mit Wachstumsregulatoren ergänzt, Angaben dazu sind dem Kapitel 3.6.2.3 . zu entnehmen.


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Tab. 6: Nährmedium für Saintpaulia ionantha nach Jungnickel & Gliemeroth (1986), modifiziert nach Zaid (1989)

Substanz

Konzentration (mg/l)

NH4NO3

825,00

KNO3

809,00

Ca(NO3) 4 H2O

211,15

KH2PO4

202,65

MgSO4 7 H2O

246,50

MnCl2 H2O

2,50

H3BO3

0,31

Na2MoO4 2 H2O

0,10

Fe-EDTA

8,60

ZnSO4 7 H2O

8,60

Thiamin HCL

1,00

meso-Inositol

100,00

Saccharose

20000,00

Agar-Agar

10000,00

pH-Wert: 5,4-5,8

Die mit Nährmedium gefüllten und mit Aluminiumfolie verschlossenen Kulturgefäße (Fisterröhrchen, Erlenmeyerkolben) wurden im Autoklav 15-20 Minuten bei 121°C und 1,2 at sterilisiert.

Das Pflanzenmaterial wurde je nach Explantatgröße 2 bis 3 Minuten in 0,25 %iger Wofasterillösung desinfiziert und anschließend in autoklaviertem Aqua dest. gespült.

Für die in vitro-Kultivierung stand ein Wachstumsraum zur Verfügung, in dem die Pflanzen Temperaturen von 24-26°C und einer Photoperiode von 16 h Hell-/ 8 h Dunkelphase ausgesetzt waren. Leuchtstoffröhren mit Tageslichtqualität dienten als Lichtquelle.

Alle in vitro-Arbeiten wurden an einer Laminarbox durchgeführt, die Instrumente mit dem Tischsterilisator HBS 920 electronic der Firma Agrogen-Promotion bei 240°C sterilisiert.


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2.2.4. Ploidiemarkierung

Ploidiemarkierungen erwirkt man durch Applikation von Kolchizin. Sproßspitzen des Versuchsmaterials wurden mit 0,1 %iger und 0,2 %iger Kolchizinlösung benetzt bzw. Sprosse oder Stecklinge in 0,1 %iger und 0,2 %iger Kolchizinlösung für 1-4 Stunden getaucht. Diese Methode fand bei Pelargonium-Zonale-Hybriden, Pelargonium-Peltatum-Hybriden, Phlox subulata und Verbena-Hybriden Anwendung.

2.2.5. Mikroskopische Frischpräparate

Zur Analyse der Farbstoffverteilung im Blütenblatt wurden Abzüge der oberen und unteren Epidermis der Petalen angefertigt sowie durch Freihandschnitte mit der Rasierklinge Blütenblattquerschnitte hergestellt. Durch das Einlegen der Petalen zwischen Holundermark, Gurken- oder Kartoffelstücke ließ sich das Schneiden einfacher handhaben. Eine Infiltration der Präparate mittels Wasserstrahlpumpe fand statt, um die Luft in den Zellen gegen Flüssigkeit auszutauschen und damit eine bessere Untersuchung der Präparate zu gewährleisten. Bei den Blütenblattpräparaten fand als Infiltrationsflüssigkeit 10 %ige Kaliumnitratlösung Anwendung, da durch die hiermit ausgelöste Plasmolyse eine genauere Zuordnung der Anthocyane zu den entsprechenden Zellen und Geweben möglich war.

Epidermisabzüge von Laubblättern zu Stomatamessungen und Zellgrößenuntersuchungen (Bestimmung von Ploidiegraden) wurden an der Blattunterseite vorgenommen und anschließend mit Wasser infiltriert. Messungen der Stomata erfolgten mittels Okularmikrometer. Der Faktor für die Ermittlung der wirklichen Größe der Zellen wird durch Hinzunahme eines Objektmikrometers wie folgt errechnet:

Bei allen Messungen betrug der Faktor 1,54 µm.

Für Untersuchungen L2- und L3-bürtiger Gewebe wurden Blattquerschnitte angefertigt oder mit Wasser infiltrierte Blätter am Mikroskop durchleuchtet.

2.2.6. Kunststoffeinbettung für mikroskopische Dauerpräparate

Von Pelargonium, Saintpaulia und Verbena entnommene Blütenblatt-, Laubblatteile oder Sproßspitzen verblieben nach der Infiltration zur weiteren Fixierung 24 Stunden in Carnoy'schem Gemisch. Eine Entwässerungsreihe mit jeweils zwei Stufen


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Ethylenglykol-monomethylether, absolutem Ethanol, n-Propanol und n-Butanol folgte. Die Präparate blieben in jeder Stufe 12 Stunden bei Zimmertemperatur. Für das Einbettungsverfahren kam Hydroxyethylmethacrylat der Firma Kulzer zur Anwendung. In einer Lösung aus Technovit 7100 und Härter 1 wurden die Präparate in 2 Stufen bei Raumtemperatur jeweils 12 Stunden infiltriert. Anschließend konnten die Präparate in Technovit 7100 mit Härter 1 und 2 in Formen bei Zimmertemperatur 24 Stunden polymerisieren. Nach der Polymeri-sation wurden an den Formen Trägerblöcke befestigt und die Präparate an dem Rotations-mikrotom RM 2155 der Firma Leica in der Dicke von 8-10 µm geschnitten. Das Färben erfolgte je nach Präparateart mit Toluidinblau (0,1 %ig in 2,5 %iger wäßriger Natrium-hydrogencarbonat-Lösung) oder mit Hämatoxylin nach Delafield ( Romeis , 1989).

2.2.7. Lichtmikroskopische Untersuchungen und Dokumentation

Die mikroskopischen Untersuchungen erfolgten an den Durchlichtmikroskopen Jenaval-contrast und Laboval-2, die Dokumentationen der Ergebnisse mit dem mikrofoto-grafischen Aufsetzkamerasystem mf-AKS und Kleinbildfilmen der Marke Agfa. Fotoauf-nahmen der Pflanzen bzw. Pflanzenteile entstanden mit Apparaten der Marke Practica unter Verwendung von Kleinbildfilmen der Marken Agfa und Kodak.

2.2.8. Erfassung qualitativer Ergebnisse im makroskopischen Bereich

Während des gesamten Untersuchungszeitraums (ein bis drei Vegetationsperioden) wurde der vegetativ vermehrte Bestand und dessen Sämlingsnachkommenschaften auf qualitative Merkmale in Blüte und Laubblatt bonitiert. Die Aufspaltung der Blütenfarben bei den Nachkommenschaften der Selbstungen und Kreuzungen sowie die spontanen und induzierten Entmischungen einiger Untersuchungsobjekte konnten darüber hinaus quantifiziert werden, ebenso Blütenflächenanteile von Pelargonium ‘Mr. Wren’ und Verbena ‘Aphrodite’ wie unter Kapitel 2.2.10 . beschrieben.

2.2.9. Datenaufbereitung

Sammlung, Aufbau und Verwaltung der Datenbanken erfolgten in Exel 4.0. Zur statistischen Auswertung (Scheffe-Test, t-Test) und grafischen Aufbereitung der Daten (Häufigkeitsdiagramme) fand das Computerprogramm SPSS 6.0 Anwendung.


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2.2.10. Blütenblattmessungen und Blütenblattflächenbestimmungen

Zur Berechnung von Flächen und Flächenanteilen von Blütenblättern und Blüten konnte die Bildverarbeitung am Computer mit dem Programm Image P2 der Firma H + K Meßsysteme Ingenieurbüro GbR genutzt werden. Mit einer Schwarz-Weiß-Video-Kamera wurden von den Blüten oder Blütenblättern und einem definierten Maßstab Bilder für die weitere Bearbeitung am Computer aufgenommen. Nach der Aufnahme und Speicherung der Bilder als Tiff-Datei erfolgte eine Längenskalierung mit dem definierten Maßstab. Anschließend ließ sich mit einer Graustufentrennung das Objekt automatisch umranden und der Flächeninhalt bestimmen. Die Ermittlung verschiedenfarbiger Flächenanteile von Blütenblättern und Blüten gestaltete sich etwas schwieriger. Dazu mußte manuell mittels Maus eine Grenzlinie zwischen den einzelnen Flächen gezogen werden, die anschließend ebenfalls automatisch berechnet werden konnten. In der Abbildung 20 ( Abb. 20 ) sind die einzelnen Arbeitsschritte dargestellt.


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Abb. 20: Arbeitsschritte der Blütenflächenbestimmung mit Image P2

1. Aufnahme des Untersuchungsobjektes mit einem definierten Maßstab

2. Skalierung anhand des definierten Maßstabes (Millimeterpapier)

3. Auswahl eines geeigneten Bildausschnittes zur weiteren Bildverarbeitung

4. Eliminierung des Hintergrundes

5. Automatische Umrandung der Gesamtfläche

6. Berechnung der Gesamtfläche mittels Füllfarbe

7. Manuelle Umrandung der Randflächen

8. Berechnung und Summierung der Randflächen mittels Füllfarbe


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