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Anhang

Berechnete mittlere Molmassen

Tabelle 14:

 

Molmasse (neutral)

Molmasse (einfach protoniert)

(DR)3

831,8 Da

832,8 Da

(DR)3-D

946,9 Da

947,9 Da

(DR)3-(Ahx)2

1058,1 Da

1059,1 Da

(Ahx)2-(DR)3

1057,1 Da

1058,1 Da

(DR)3-(Ahx)2-D

1173,1 Da

1174,1 Da

(Ahx)2-(DR)3-D

1172,1 Da

1173,1 Da

(DR)4

1103,1 Da

1104,1 Da

(DR)3-D-D

1061,9 Da

1062,9 Da

(DR)3-R

988,0 Da

989,0 Da

(DR)4-R

1259,3 Da

1260,3 Da

(DR)3-D-Lys

1074,1 Da

1075,1 Da

(DR)3-D-Lys-D

1190,2 Da

1191,2 Da

(DR)3-D-Orn

1060,0 Da

1061,0 Da

(DR)3-D-Cit

1104,1 Da

1105,1 Da

(DR)3-D-Cit-D

1219,1 Da

1220,1 Da

(DR)3-Glu

958,1 Da

959,1 Da

(DR)5

1374,4 Da

1375,2 Da

(DR)6

1645,7 Da

1646,7 Da

(DR)7

1917,0 Da

1918,0 Da

(DR)8

2198,3 Da

2199,3 Da

(DR)9

2459,6 Da

2460,6 Da

(DR)10

2730,9 Da

2731,9 Da


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Dokumentation der MALDI-Massenspektren

Spektrum 1: Edukt (Ahx) 2 -(DR) 3

Spektrum 2: (Ahx) 2 -(DR) 3 +Asp

Spektrum 3: Edukt (DR) 3 -(Ahx) 2

Spektrum 4: (DR) 3 -(Ahx) 2 +Asp

Spektrum 5: Edukt (DR) 3

Spektrum 6: (DR) 3 +Asp


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Spektrum 7: (DR) 3 -D+Asp

Spektrum 8: (DR) 3 -D+Arg

Spektrum 9: (DR) 3 -D kein Substrat

Spektrum 10: (DR) 3 +Glu

Spektrum 11: (DR) 3 -D-Lys+Asp

Spektrum 12: (DR) 3 -D+Orn


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Spektrum 13: (DR) 3 -D+Cit

Spektrum 14: (DR) 3 -D-Cit+D

Spektrum 15: (DR)3+Asp+Arg


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Erläuterung und Diskussion der MALDI-Massenspektren

Allgemeines

Die gemessenen Spektren zeigen immer die Massen von einfach positiv geladenen Molekülen. Prinzipiell kann diese Methode aufgrund unterschiedlichen Verhaltens bei der Bildung des aus Matrixsubstanz, Lösungsmittel und Probe bestehenden Mischkristalls sowie bei der Desorption und Ionisierung nur die Anwesenheit von Molekülen belegen. Ein Nichtauffinden eines Peaks beweist also nicht, dass kein Molekül dieser Masse Bestandteil der Probe ist, sondern kann auch andere Ursachen haben, wie z.B. physikalische Eigenschaften dieses Moleküls, die sich in unterschiedlicher Fähigkeit zu Desorption und Ionisation wiederspiegeln können. Bedingt durch unterschiedliche Kalibrierungen variierten die detektierten Massen um maximal 3 Da. Innerhalb eines Spektrums war allerdings zu beobachten, dass die Abweichungen immer in etwa gleich waren und dass die Genauigkeiten unter Berücksichtigung dessen ca. 0,5 Da betrugen.
Wegen der mittels P2-Säule durchgeführten Entsalzung und Fraktionierung finden sich außerdem unterschiedliche Mengenverhältnisse der im Reaktionsansatz vorhandenen Moleküle in den gemessenen Proben wieder. Die Auswahl der Fraktion kann also auch das Spektrum beeinflussen. Als Matrixsubstanz wurde immer α-Cyano-4-Hydroxy-Zimtsäure verwendet, da diese die bei weitem höchste Zahl der Zählimpulse verursachte. Die Peaks mit einem m/z-Verhältnis zwischen 0 und 500 sind von der Matrixsubstanz verursacht. Häufig traten Peaks auf, die mit Na+- oder K+-assoziierten Molekülen erklärt werden können. Einige Peaks können nicht erklärt werden, so z.B. der häufig zu beobachtende Peak bei m/z=M+50.


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Erläuterung der Spektren:

Spektrum 1:

Edukt (Ahx)2-(DR)3

Spektrum 2:

Bildung eines Produktes mit der Molmasse entsprechend (Ahx)2-(DR)3-D, sowie Na+-Peak (M+23)

Spektrum 3:

Edukt (DR)3-(Ahx)2, sowie M+50 Peak und einer Verunreinigung aus der Synthese

Spektrum 4:

Keine Produktbildung, sowie Na+-Peak (M+23)

Spektrum 5:

Edukt (DR)3, sowie Matrixpeaks

Spektrum 6:

Bildung eines Produktes mit der Masse entsprechend (DR)3-D

Spektrum 7:

keine Produktbildung, M+50 Peak, unbekanntes Molekül mit der Molmasse 1018, keine Produktbildung gefunden

Spektrum 8:

Bildung eines Produktes mit der Masse entsprechend (DR)4, M+50-Peak

Spektrum 9:

Keine Produktbildung ohne Aminosäuresubstrate, kein Abbau feststellbar, M+50-Peak

Spektrum 10:

Keine Produktbildung bei Inkubation mit Glutamat anstelle Aspartat

Spektrum 11:

Bildung eines Produktes entspechend der Molmasse (DR)3-(DK)-D, Peak bei m/z= 946 ist Verunreinigung des Eduktes mit dem Edukt der vorherigen Reaktion (DR)3-D+Lys

Spektrum 12:

Einbau von Ornithin

Spektrum 13:

Einbau von Citrullin, sowie Edukt (DR)3-D- und Edukt+50-Peak

Spektrum 14:

eine Verlängerung des Produktes aus 13 mit Aspartat konnte nicht nachgewiesen werden

Spektrum 15:

Bildung von kleinen Molekülen Cyanophycin, es konnte nur „stumpfes" Cyanophycin gefunden werden. Die Abstände zwischen den einzelnen Produktpeaks sind jeweils m/z=271,3


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Proteinsequenzvergleich

Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und anderen Cyanobakterien

Charakteristische Motive sind überstrichen, die Lage der ortsspezifisch mutierten Aminosäuren sind mit ”H” gekennzeichnet.


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Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und anderen Cyanobakterien


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Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und anderen Cyanobakterien

Sequenzvergleich wurde erzeugt mit:
BioEdit version 5.0, BioEdit Sequence Alignment Editor Copyright© 1997-2001 Tom Hall, Department of Microbiology, North Carolina State University,
Hall, T.A. (1999) BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl. Acids. Symp. Ser. 41:95-98.

Die dunkelgrau hinterlegten Positionen bezeichnen Sequenzidentitäten, die hellgrau hinterlegten Flächen stehen für ähnliche Aminosäuren. Ähnlichkeitsdefinition BLOSUM62 wurde aus oben genanntem Programm übernommen.
Orginalquelle der Matrix: ftp://ncbi.nlm.nih.gov/repository/blocks/unix/blosum/BLOSUM/blosum62.bla
Originalzitat: Henikoff, S. and Henikoff, J.G. (1992) Amino acid substitution matrices from protein blocks, Proceedings of the National Academy of Sciences USA 89 (22); 10915-10919.


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Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und ähnlichen Sequenzen aus nichtcyanobakteriellen Bakterien

Charakteristische Motive sind überstrichen, die Lage der ortsspezifisch mutierten Aminosäuren sind mit ”H” gekennzeichnet.



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Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und ähnlichen Sequenzen aus nichtcyanobakteriellen Bakterien


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Proteinsequenzvergleich zwischen CphA aus A.variabilis und ähnlichen Sequenzen aus nichtcyanobakteriellen Bakterien

Sequenzvergleich wurde erzeugt mit:
BioEdit version 5.0, BioEdit Sequence Alignment Editor Copyright© 1997-2001 Tom Hall, Department of Microbiology, North Carolina State University,
Hall, T.A. (1999) BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl. Acids. Symp. Ser. 41:95-98.

Die dunkelgrau hinterlegten Positionen bezeichnen Sequenzidentitäten, die hellgrau hinterlegten Flächen stehen für ähnliche Aminosäuren. Ähnlichkeitsdefinition BLOSUM62 wurde aus oben genanntem Programm übernommen.
Orginalquelle der Matrix: ftp://ncbi.nlm.nih.gov/repository/blocks/unix/blosum/BLOSUM/blosum62.bla
Originalzitat: Henikoff, S. and Henikoff, J.G. (1992) Amino acid substitution matrices from protein blocks, Proceedings of the National Academy of Sciences USA 89 (22); 10915-10919.


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Legende zu Sequenzvergleichen


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Verschiedene als Substrat untersuchte Verbindungen

Verschiedene als Substrat untersuchte Verbindungen


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Publikationen

Berg, H. (1998) Untersuchungen zur Verwendung von Peptidsynthetasen zur Herstellung von Peptidbibliotheken, Diplomarbeit, Technische Universität Berlin.

Ziegler, K., Berg, H., Volkmer-Engert, R., Lockau, W. (1999) Cyanophycin synthetase: investigations on structure and function, Poster bei: Fourth European Workshop on the molecular Biology of Cyanobacteria, Berlin.

Berg, H., Ziegler, K., Piotukh, K., Lockau, W., Volkmer-Engert, R. (2000) Biosynthesis of the cyanobacterial reserve polymer multi-L-arginyl-poly-L-aspartic acid (cyanophycin): Mechanism of the cyanophycin synthetasereaction studied with synthetic primers, Poster bei Botanikertagung 2000 in Jena.

Berg, H., Ziegler, K., Piotukh, K., Baier, K., Lockau, W., Volkmer-Engert, R. (2000) Biosynthesis of the cyanobacterial reseve polymer multi-L-poly-L-aspartic acid (cyanophycin): Mechanism of the cyanophycin synthetase reaction studied with synthetic primers, European Journal of Biochemistry 267, 5561-5570.


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03.11.2003