Neu, Björn: Alpha-Dispersion sowie Adsorption und Depletion neutraler und geladener Makromoleküle - Untersuchungen an Blutzellen

Institut für Transfusionsmedizin des Universitätsklinikums Charité
der HU- Berlin


D I S S E R T A T I O N
Alpha-Dispersion sowie Adsorption und
Depletion neutraler und geladener Makromoleküle
- Untersuchungen an Blutzellen

zur Erlangung des akademischen Grades
d o c t o r r e r u m n a t u r a l i u m
(Dr. rer. nat.)

Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
der Humboldt-Universität zu Berlin

Diplom PhysikerBjörn Neu ,
(geb. am 09.06.1969 in Eutin)

Dekan der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
Prof. Dr. J.P. Rabe

Gutachter:
Prof. Dr. G. Fuhr
PD Dr. E. Donath
Prof. Dr. U. Zimmermann

eingereicht: 04.01.1999

Datum der Promotion: 05.05.1999

Schlagwörter:
alpha-Dispersion, Elektrorotation, Depletion, Polyelektrolytkapseln

Keywords:
alpha-Dispersion, Electrorotation, Depletion, Polyelectrolyte capsules

Zusammenfassung

Die Elektrorotation von fixierten Erythrozyten wurde im Frequenzbereich von 16 Hz bis 33 MHz untersucht. Zwischen 16 Hz und 1 kHz zeigen die fixierten Erythrozyten eine Rotation parallel zur Feldrichtung mit einer maximalen Rotationsgeschwindigkeit zwischen 30 Hz und 70 Hz. Es wurde sowohl die Abhängigkeit von der äußeren Leitfähigkeit untersucht als auch von der Oberflächenladung. Die experimentellen Resultate erwiesen sich als konsistent mit einer erst kürzlich entwickelten Theorie zur Elektrorotation im niederfrequenten Bereich (LFER). Sie zeigen, daß die Elektrorotation im niederfrequenten Bereich von der Oberflächenladung und -leitfähigkeit entscheidend mitbestimmt werden kann. Fixierte Thrombozyten wurden mittels Elektrorotation im Frequenzbereich von 16 Hz bis 33 MHz untersucht. Zur Interpretation der Daten wurde ein theoretisches Modell weiterentwickelt, welches die innere vesikuläre Struktur der Thrombozyten berücksichtigt, und mit dem niederfrequenten Modell zur Elektrorotation superponiert. In Lösungen mit Dextran unterschiedlicher Molekulargewichte und Konzentrationen wurde sowohl die elektrophoretische Mobilität als auch Elektrorotation von fixierten Erythrozyten untersucht. Es konnte gezeigt werden, daß sich im niederfrequenten Bereich Depletionschichten an Hand von Elektrorotationsspektren erfassen lassen. Diese Daten bestätigen auch die Theorie zur LFER.

Messungen der elektrophoretischen Mobilität von nativen Erythrozyten wurden in Lösungen mit dem Polyelektrolyten Polystyrensulfonat in Anhängigkeit vom Molekulargewicht und der Salzkonzentration durchgeführt. Es zeigte sich, daß das Polymer zum einen reversibel adsorbiert und zum anderen einen deutlichen Depletioneffekt herbeiführt. Im letzten Teil der Arbeit wurde ein Verfahren entwickelt, welches die Herstellung von Polyelektrolyt-Kapseln auf der Grundlage von biologischen Zellen ermöglicht, welche in Form und Größe identisch mit den verwendeten biologischen Templaten sind.

Abstract

Electrorotation of fixed red blood cells (RBC) has been investigated in a frequency range between 16 Hz and 33 Mhz. Between 16 Hz and 1 kHz fixed red blood cells undergo co-field rotation with a maximum of rotation betwen 30 and 70 Hz. The rotation was studied as a function of electrolyte conductivity and surface charge density. These observations are consistent with a recently developed theory of the low frequency electrorotation (LFER) and demonstrate that the surface charge and the surface conductivity can play a significant role in this frequency range. Fixed platalets were investigated by means of electrorotation in the frequency range from 16 Hz to 33 Mhz. For the interpretation of the data a model which takes into account the inner structure of the platalets was developed and added to the theory which describes the rotation in the low frequency range. In solutions with Dextran and fixed platalets the electrophoretic mobility as well as the electrorotation was measured. It was shown that in the low frequency range depletion layers are detectable. Furthermore this results verify the LFER theory.

Measurements of the electrophoretic mobility of native RBC were carried out in solutions of the polyelectrolyte Polystyrenesulfonate in dependence on the molecular weight and the ionic strength. It was shown that the polymer adsorbs reversible and forms a significant depletion effect. In the last part of this work a method was developed, which allows the construction of polyelectrolyte caspules with biological cells as template, which are identical in size and shape with the templates used.


Seiten: [7] [8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] [15] [17] [18] [19] [20] [21] [22] [23] [25] [26] [27] [28] [29] [30] [31] [32] [33] [34] [35] [36] [37] [38] [39] [40] [41] [43] [44] [45] [46] [47] [48] [49] [50] [51] [52] [53] [54] [55] [56] [57] [58] [59] [60] [61] [62] [63] [64] [65] [66] [67] [68] [69] [70] [71] [72] [73] [74] [75] [76] [77] [78] [79] [80] [81] [82] [83] [84] [85] [86] [87] [88] [89] [90] [91] [92] [93] [94] [95]

Inhaltsverzeichnis

TitelseiteAlpha-Dispersion sowie Adsorption und Depletion neutraler und geladener Makromoleküle - Untersuchungen an Blutzellen
Einleitung Zusammenfassung
1 Einführung
1.1.Elektrorotation und Alpha-Dispersion
1.2.Adsorption und Depletion von Polymeren an Partikeloberflächen
1.2.1.Polymerdepletion
1.2.2.Mehrschichtadsorption von Polymeren
2 Experimentelle Methoden
2.1.Meßmethoden
2.1.1.Elektrorotation
2.1.2.Elektrophorese
2.1.3.Durchflußzytometer
2.1.4.Mikroskopische Verfahren
2.1.4.1.Kraftmikroskop (AFM)
2.1.4.2.Konfokales Laser Raster Mikroskop (CSLM)
2.1.4.3.Rasterelektronenmikroskp (SEM)
2.1.4.4.Transmissionselektronenmikroskop (TEM)
2.2.Proben und Messlösungen
2.2.1.Messlösungen
2.2.1.1.Polymere
2.2.2.Erythrozyten
2.2.2.1.Fixierung
2.2.3.Thrombozyten
2.2.3.1.Fixierung
2.2.4.Polymeradsorption & Hüllenpräparation
3 Theoretische Grundlagen
3.1.Elektrorotation
3.1.2.Drehmoment von einschaligen Objekten
3.1.3.Das kubisch strukturierte Modell
3.1.4.Alpha - Dispersion
3.2.Elektrophorese
4 Elektrorotation im Niederfrequenzbereich
4.1.Fixierte Erythrozyten
4.2.Fixierte Thrombozyten
4.3.Zusammenfassung und Schlußfolgerung
5 Erfassung von Polymer-Depletionschichten im Alpha-Dispersionsbereich
5.1.Depletion in Dextranlösungen
5.2.Elektrorotation in Dextranlösungen
5.3.Zusammenfassung und Schlußfolgerung
6 Polyelektrolytdepletion und -adsorption bei Erythrozyten
6.1.Depletion und Adsorption von PSS an nativen Erythrozyten
6.2.Erythrozyten als Template zur Herstellung von Polyelektrolytkapseln
6.3.Aussichten und Zusammenfassung
Bibliographie Literatur
Abkürzungsverzeichnis Abkürzungen und Symbole
Danksagung
Lebenslauf
Selbständigkeitserklärung

Tabellenverzeichnis

Tabelle 4.1: Experimentelle (ex) und theoretische (th) Werte zum Bild 4.3. RcL und fcL stehen jeweils für die maximale Rotationsgeschwindigkeit und die dazugehörige Feldfrequenz.
Tabelle 4.2: Experimentelle (ex) und theoretische (th) Werte zum Bild 4.5. RcL und fcL stehen jeweils für die maximale Rotationsgeschwindigkeit und die dazugehörige Feldfrequenz. ND kennzeichnet die verwendete Neuraminidasekonzentration bei der Präparation (siehe Kp. 2.2.2 ) und sigmao die Oberflächenladung in den theoretischen Spektren.
Tabelle 4.3: Parameter die für die theoretischen Elektrorotationsspektren aus Bild 4.11 variiert wurden (Ge: externe Leitfähigkeit; Gmv: Leitfähigkeit der Vesikelmembran; Ginv: Leitfähigkeit des Vesikelinneren; sigma: Oberflächenladungsdichte der Zelle). Folgende Parameter wurden konstant gehalten. Vesikelparameter: Membrandicke hv =5nm, Dielektrizitätskonstante der Membran epsilonmv = 50 und des Inneren epsiloninv = 50 sowie der Durchmesser Lv = 0,3 µm; Zellparameter: Membranleitfähigkeit Gm= Ge, Spaltdurchmesser d= 0,65 µm, Dielektrizitätskonstante der Membran epsilonm = 78 und des Spaltes epsilong = 78.
Tabelle 4.4: Charakteristische Frequenzen der experimentellen (ex) und theoretischen (th) Spektren der FA-fixierten Thrombozyten. cL, c1 und c2 stehen jeweils für das Maximum im alpha-Dispersionsbereich sowie das erste und zweite Maximum im beta-Dispersionsbereich.
Tabelle 5.1: Zusammenstellung der theoretische Viskositätsverhältnisse eta0/etaseta0: an der Zelloberfläche, siehe Kapitel 3.2 ), Viskositätsverhältnis der Dextranlösung zu den Salzlösungen etaDx/etas und die Dicke der Depletionschicht lambdafür fixierte Erythrozyten in unterschiedlichen Dextran Lösungen.
Tabelle 6.1: Zusammenfassung der Parameter zum Bild 6.1 (Mw: mittleres Molekulargewicht; µ: Mobilität; eta: Viskosität; zeta: zeta-Potential (nach Smulochowski).

Abbildungsverzeichnis

Bild 2.1: Mikroskopische Aufnahme einer Mikrokammer mit einem Elektrodenabstand von 200 µm, welche mit einer Erythrozytensuspension gefüllt ist.
Bild 3.1: Partikel in einem rotierendem elektrischen Feld E mit dem induzierten Dipolmoment p. omega und phi stehen jeweils für die Feldfrequenz und für die Phasenverschiebung zwischen dem Feld und dem Dipolmoment.
Bild 3.2: Modell einer einschaligen Zelle. G, epsilon, a und h stehen jeweils für die Leitfähigkeit, die Dielektrizitätskonstante, den Zellradius und die Membrandicke. Die Indizes e, m und i markieren das äußere Medium, die Membran und den inneren Teil (Cytoplasma) der Zelle.
Bild 3.3: Schematische Darstellung des kubisch strukturierten Modells: a) Zelle mit kubischer Innenstruktur in elektrischem Feld E, b) Parameter der quaderförmigen Vesikel, c) Ersatzschaltbild eines einzelnen Quaders.
Bild 3.4: Schematische Darstellung der Ladungs- und Konzentrationsvariationen eines negativ geladenen Partikels in einem rotierendem elektrischem Feld. a) Ladungsverteilung um das Partikel bei Einwirkung eines rotierenden elektrischen Feldes sowie die qualitativen Differenzen der Kationkonzentration DeltaC gegenüber dem Ruhezustand. Z bezeichnet hier die Achse, die in Phase mit den erzeugten Konzentrationsvariationen ist. Der Feldvektor E mit der Kreisfrequenz omega läßt sich in eine parallele Komponente EII und eine orthogonale Komponente E\|[bottom]\| zerlegen. b) Ladungsverteilung ohne Einwirkung eines elektrischen Feldes. c) Abweichung der Ladungsverteilung vom Gleichgewichtszustand. Fe und Fi stellen die zwei elektroosmotischen Kräfte, die das Drehmoment erzeugen, dar.
Bild 3.5: Theoretische Elektrorotationsspektren im alpha-Dispersionsbereich mit unterschiedlichen Oberflächenladungen (sigmaAngaben in C/m2) in KCl Lösung (Leitfähigkeit 1mS/m, Partikelradius 4µm, Feldstärke 5000V/m).
Bild 3.6: Theoretische Abhängigkeit der Rotationsgeschwindigkeit und der Position (fcL) des Maximums vom Partikelradius bei verschiedenen Leitfähigkeiten in KCl Lösung bei 5000V/m und sigmao=0,04C/m2.
Bild 3.7: Theoretische Abhängigkeit der Rotationsgeschwindigkeit und der Position (fcL)des Maximums von der Leitfähigkeit bei verschiedenen Oberflächenladungen in KCl Lösung bei 5000V/m und einem Partikelradius von 4µm.
Bild 3.8 Theoretische Abhängigkeit der Rotationsgeschwindigkeit und der Position (fcL) des Maximums von der Oberflächenladungsdichte bei verschiedenen Leitfähigkeiten in KCl Lösung bei 5000V/m und einem Partikelradius von 4µm.
Bild 4.1: Vergleich des Elektrorotationsspektrum von nativen Erythrozyten mit dem von GA-fixierten Erythrozyten zwischen 260 Hz und 16 MHz. Das Spektrum der nativen Erythrozyten wurde in isotoner gepufferter NaCl-Lösung mit Sacharose bei einer Leitfähigkeit von 2,6 mS/m und einer Feldstärke von 7,5·103 V/m aufgenommen. Das Spektrum der GA-fixierten Erythrozyten wurde in gepufferter NaCl-Lösung bei einer Leitfähigkeit von 2,0 mS/m und einer Feldstärke von 15·103 V/m aufgenommen. Die durchgezogene Linie ist ein theoretisches Spektrum (unabhängig von der Feldstärke und Viskosität) für die nativen Zellen unter Verwendung des Einschalen Modells (s.a.: Kp. 3.1.1 ) mit folgenden Parametern: epsiloni =50, epsilonm=6, epsilone=80, Gi=60 mS/m, Gm=0.01 µS/m, h =8 nm und R=3.3 µm.
Bild 4.2: Elektrorotationsspektren im Bereich des ersten Nulldurchganges von nativen Erythrozyten der gleichen Population bei zwei verschiedenen externen Leitfähigkeiten. Bei den Spektren handelt es sich um Mittelwerte aus 2-4 Einzelwerten. Für Fedlfrequenzen oberhalb von 100 Hz ist die absolute Varianz der Messpunkte <0,025 rad/sec. Die Spektren wurden bei einer Feldstärke von 13,8·103 V/m aufgenommen.
Bild 4.3: Vergleich theoretischer und experimenteller Elektrorotationsspektren von GA-fixierten Erythrozyten bei unterschiedlichen externen Leitfähigkeiten. Die Feldstärke betrug bei allen Messungen 5·103 V/m. Die einzelnen Messpunkte repräsentieren jeweils einen Mittelwert der Rotationsgeschwindigkeit von 3 bis 8 einzelnen Zellen. Für die theoretischen Spektren, die durchgezogenen Linien, wurde eine Oberflächenladungsdichte von 0,038 C/m2 und ein Zellradius von 3,92 µm angenommen. Die entsprechenden Leitfähigkeiten Ge sind: a=1,0 mS/m, b=3,5 mS/m, c=8,0 mS/m, d=12,0 mS/m und e=18.5 mS/m. Die mittleren Standardabweichungen betrugen 14-18%.
Bild 4.4: Die Geschwindigkeit der Zellrotation in Abhängigkeit von der externen Leitfähigkeit bei einer Feldfrequenz von 32 Hz (bzgl. der experimentellen und theoretischen Parameter siehe Bild 4.3 ).
Bild 4.5: Experimentelle und theoretische Rotationsspektren im alpha-Dispersionsbereich von GA-fixierten Erythrozyten mit unterschiedlichen Oberflächenladungen. Die Feldstärke betrug bei allen Messungen 8·103 V/m und die Leitfähigkeit 2,3 ± 0,1 mS/m. Die mittlere Standardabweichung betrug 19 % bei 20 µl ND sonst lag sie bei 11-15 %. In der Legende werden die verwendeten Neuraminidase (ND)- Konzentrationen angegeben (s.a. Bild 4.6 ). Die durchgezogenen Linien stellen theoretische Spektren für verschiedene Oberflächenladungsdichten in C/m2 dar. Es mußte ein Reibungsfaktor von 2,05 bei einem Zellradius von 3, 92 µm angenommen werden.
Bild 4.6: Mobilitäten der mit Neuraminidase behandelten und anschließend GA-fixierten Erythrozyten relativ zu den unbehandelten GA-fixierten Erythrozyten (mittlere Mobilität der Kontrollzellen wurde gleich eins gesetzt) sowie die mittlere relative Rotation bezüglich der Kontrollzellen.
Bild 4.7: Schematische Darstellung des Rotationsverhaltens von zwei eng benachbarten GA-fixierten Erythrozyten im alpha- Dispersionsbereich.
Bild 4.8: Feldstärkeabhängigkeit der Rotationsgeschwindigkeit GA-fixierter Erythrozyten bei einer Feldfrequenz von 32 Hz. Der Elektrodenabstand betrug 1mm und die externe Leitfähigkeit 1,5 mS/m.
Bild 4.9: Vergleich von theoretischen und experimentellen Elektrorotationsspektren im hochfrequenten Bereich bei unterschiedlichen Leitfähigkeiten. Die Feldstärke betrug 15·10 3V/m. Für die theoretischen Spektren (durchgezogene Linien) wurde das Modell für einschalige Objekte verwendet. Es wurden leitende Sphären mit einer Leitfähigkeit von (a) 3,4 mS/m, (b) 4,63 mS/m und (c) 14,7 mS/m und leitende Schalen mit (a) 4,7 mS/m (b) 5,6 mS/m und (c) 16,0 mS/m. Die Dielekrizitätskonstante für den Partikel und das externe Medium betrug 78.
Bild 4.10: Vergleich der Elektrorotationsspektren von nativen und FA-fixierten Thrombozyten. Das Spektrum der nativen Zellen wurde in isotoner gepufferter NaCl-Lösung mit Sacharose bei einer Feldstärke von 12·103 V/m aufgenommen. Das Spektrum der FA-fixierten Zellen wurde in KCl-Lösung bei einer Feldstärke von 12,1·103 V/m aufgenommen. Die durchgezogene Linie ist ein theoretisches Spektrum (unabhängig von der Feldstärke und Viskosität) für die nativen Zellen unter Verwendung des Einschalen Modells (s.a.: Kp. 3.1.1 ) mit folgenden Parametern: epsiloni =50, epsilonm=10, epsilone=78, Gi=0,25 S/m, Gm=4 µS/m, h =5 nm und R=1 µm.
Bild 4.11: Elektrorotationsspektren von FA-fixierten Thrombozyten bei verschiedenen Leitfähigkeiten. Die Feldstärke betrug E=10 V/m für f le 2 kHz und E=12,1 V/m für f > 2 kHz. Für die theoretischen Spektren wurden die des kubisch strukturierte Modells (CSM) und des Niederfrequenz Modells (LFDD) addiert.
Bild 4.12: Effektive Dielektrizitätskonstante epsilonef (s. Kp. 3.1.3 ) und effektive innere Leitfähigkeit Gef in Abhängigkeit von der Feldfrequenz. Die Parameter werden in Tabelle 4.3 wiedergegeben und die entsprechenden Elektrorotationsspektren in Bild 4.11 .
Bild 5.1: Verhältnis der elektrophoretischen Mobilität µsDx von fixierten Erythrozyten in gepufferten Lösungen (pH = 7.4) mit unterschiedlichen Natriumchloridkonzentrationen ohne zusätzliches Dextran µs und mit 2 g/dl Dextran µDx unterschiedlicher Molekularmassen. Die durchgezogenen Linien sind theoretische Abhängigkeiten nach Gleichung (3.48) auf Seite 35. Die verwendeten theoretischen Parameter und das Verhältnis der Viskositäten werden in Tabelle 5.1 zusammengefaßt.
Bild 5.2: Viskositätsprofile als Funktion des Abstandes von der Partikeloberfläche für unterschiedliche Dextrankonzentrationen und Molekulargewichte nach Gleichung (3.47 ) auf Seite 35. Die verwendeten Parameter sind in Tabelle 5.1 zu finden.
Bild 5.3: Vergleich von Elektorotationsspektren fixierter Erythrozyten in Natriumchlorid- und Dextranlösungen. Molekulargewichte und Konzentrationen werden in der Legende angegeben. Alle Rotationsspektren wurden bei einer Feldstärke von 8·103 V/m und einer Leitfähigkeit von 2,1 mS/m aufgenommen. Die Standardabweichung lag zwischen 8 und 16 Prozent.
Bild 5.4: Verhältnisse der Rotationsgeschwindigkeiten aus Bild 5.3 in Dextranlösung zur Kontrolle. Die gestrichelten Linien geben die entsprechenden Viskositätsverhältnisse an.
Bild 5.5: Vergleich von Elektorotationsspektren fixierter Erythrozyten in Natriumchloridlösung und Dextranlösung mit unterschiedlichen Konzentrationen von 2400 kDa Dextran. Die Rotationsspektren wurden bei einer Feldstärke von 8·103 V/m und bei einer Leitfähigkeit von 3,9 mS/m aufgenommen.
Bild 5.6: Verhältnisse der Elektrorotationsspektren aus Bild 5.5 in 2400 kDa Dextranlösung zur Kontrolle. Die gestrichelten Linien geben die entsprechenden Viskositätsverhältnisse an.
Bild 5.7: Verhältnis der Rotationsgeschwindigkeiten von fixierten Erythrozyten in Natriumchloridlösung zu denen in 2 g/dl Dextran 2400 kDa Lösung in Abhängigkeit von der externen Feldfrequenz. Die gestrichelte dicke Linie entspricht dem Viskositätsverhältnis. Die Daten wurden bei einer Leitfähigkeit von 2,1 mS/m und einer Feldstärke von 8·103 V/m aufgenommen.
Bild 5.8: Qualitativer Vergleich eines elektroosmotischen und eines hydrodynamischen Geschwindigkeitsprofils in Abhängigkeit vom Abstand zur Oberfläche. lambda2400kD und lambda71kD markieren die Dicke der Depletionschicht für unterschiedliche Molekuargewichte des verwendeten Polymers.
Bild 6.1: Elektrophoretische Mobilität (EPM) von menschlichen Erythrozyten in PSS-Lösungen bei einer Ionenstärke von 150mM (pH=7,4) und einer PSS Konzentration von 1g/dl in Abhängigkeit vom Molekulargewicht des Polymers sowie die dazugehörigen zeta-Potentiale (nach Smulochowski).
Bild 6.2: Elektrophoretische Mobilität von nativen Erythrozyten in isotonen PSS-Lösungen mit unterschiedlichen Ionenstärken (Angabe in der Legende in mM NaCl, pH = 7,4) und Molekulargewichten in Abhängigkeit von der Konzentration. Die Standardabweichung lag bei 5-15 %. Im unteren Bild sind die Viskositäten aufgetragen.
Bild 6.3: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit von der PSS Konzentration, dem Molekulargewicht sowie der Ionenstärke. Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt (siehe Gleichung (3.42) ). Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung bei 150 mM NaCl und 15 mM NaCl jeweils 12,6 mC/m2 und 8,7 mC/m2.
Bild 6.4: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit vom Molekulargewicht. Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt. Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung in 13,2 mC/m2.
Bild 6.5: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit von der Ionenstärke bei zwei 1 MDa PSS Konzentrationen . Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt. Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung: 13,7 mC/m2 bei 200 mM, 12,6 mC/m2 bei 150 mM NaCl und 8,7 mC/m2 bei 15 mM NaCl.
Bild 6.6: Mobilität von fixierten Erythrozyten und mit mehreren Polyelektrolytschichten beschichteten Erythrozyten (siehe Abschnitt 6.2 ) in gepufferter NaCl (150 mM) Lösung (PBS) und mit jeweils 1 g/dl 70 kDa und 1 g/dl 1 MDa PSS.
Bild 6.7: Elektrophoretische Mobilität von fixierten Erythrozyten mit konsekutiven PAH- und PSS-Schichten in einer gepufferten NaCl-Lösung (PBS). Eine ungerade Schichtanzahl bedeutet, daß die äußerste Schicht PAH ist ([PAH/PSS]xPAH) und eine gerade Anzahl heißt, daß die letzte Schicht PSS ist ([PAH/PSS]x).
Bild 6.8: Intensitätsverteilung des Floreszenzsignales aufgenommen mit einem Flowcytometer. Zu sehen sind die Signale von drei aufeinander folgenden FITC markierten PAH-Schichten (mPAH), die auf fixierte Erythrozyten mit bereits 10 Schichten [PAH/PSS]5 aufgebracht wurden.
Bild 6.9: SEM-Aufnahme eines fixierten Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichten ([PAH/PSS]5).
Bild 6.10: Schematische Darstellung der konsekutiven Beschichtung mit Polyelektrolyten sowie der anschließenden Auflösung von fixierten Erythrozyten bei der Verwendung als Templat für die Herstellung von Polyelektrolytkapseln.
Bild 6.11: TEM-Aufnahmen a) fixierter Erythrozyten, b) fixierter Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichten und c) einer Polyelektrolythülle (10 Schichten) nach dem Zersetzten der Zelle. Die Balken entsprechen jeweils 1 µm.
Bild 6.12: SEM-Aufnahme fixierter Echinozyten mit 10 Polyelektrolytschichten ([PAH/PSS]5).
Bild 6.13: AFM-Aufnahmen (10µm×10µm) von Polyelektrolytschalen mit Erythrozyten als Vorlage (10 Schichten): a) Höhenprofil bei konstantem Sonden-Oberflächen-Abstand (0-100nm), b) Spannungsprofil bei konstanter Amplitude (DeltaU=0,2V).
Bild 6.14: AFM-Aufnahmen (10µm×10µm) von Polyelektrolytschalen mit Echinozyten als Vorlage (10 Schichten): a) Höhenprofil bei konstantem Sonden-Oberflächen-Abstand (0-150nm), b) Spannungsprofil bei konstanter Amplitude (DeltaU=0,2V).
Bild 6.15: Konfokale Rasteraufnahmen (16 µm ×16 µm) einer Polyelektrolytschale aus 11 Schichten, die aus Echinozyten hergestellt wurde. Die äußerste Schicht besteht aus FITC markiertem PAH. Der Abstand der Scanebenen beträgt 1 µm.
Bild 6.16: Konfokale Rasteraufnahmen von Polyelektrolytschalen (Erythrozyten als Templat) in 100 µM 6-CF Lösung: a) 10 Schichten (11,4 µm× 11,4 µm), b) 10 Schichten plus eine zusätzliche Schicht DPPA (18 µm × 18 µm).
Bild 6.17: Mikroskopische Aufnahmen (12 µm × 12 µm) von Polyelektrolytschalen (Erythrozyten als Templat, 10 Schichten) in denen 6-CF präzipitiert wurde: a) Durchlichtaufnahme, b) konfokale Rasteraufnahme.

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