Neu, Björn: Alpha-Dispersion sowie Adsorption und Depletion neutraler und geladener Makromoleküle - Untersuchungen an Blutzellen

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Kapitel 6. Polyelektrolytdepletion und -adsorption bei Erythrozyten

Dieses Kapitel beschäftigt sich im wesentlichen mit der Wechselwirkung zwischen Polyelektrolyten und der Erythrozytenmembran. Im ersten Abschnitt werden elektrophoretische Daten von nativen Erythrozyten in unterschiedlichen Polystyrensulfonat (PSS) Lösungen vorgestellt, die Rückschlüsse auf das Adsorptions- und Verdrängungsverhalten dieser Polymere zulassen. Der zweite Teil widmet sich der Adsorption von Polyelektrolyten an fixierten Erythrozyten und der Möglichkeit Polyelekrolytkapseln mit biologischen Templaten herzustellen.

6.1. Depletion und Adsorption von PSS an nativen Erythrozyten

Im Bild 6.1 sind die elektrophoretischen Mobilitäten nativer Erythrozyten in PSS Lösungen mit unterschiedlichen Molekulargwichten zu sehen. Die Polymerkonzentration betrug immer 1 g/dl und die Ionenstärke 150 mM. In den PSS Lösungen wurde die Ionenstärke durch angleichen der Leitfähigkeit an die der Kontrollösung ohne PSS durch Zugabe von NaCl erreicht. Die Angaben der Salzkonzentrationen in den PSS-Lösungen stellen insofern durch den Beitrag der PSS-Moleküle zur Leitfähigkeit nur angenähert die NaCl Konzentration dar. Als erstes erkennt man, daß mit zunehmendem Molekulargewicht auch die Mobilität zunahm. Wie in Tabelle 6.1 zu sehen, ist mit dem Molekulargewicht der Polymere auch die Viskosität gewachsen. Bei einem Molekulargewicht von 48,7 kDa lag diese mit 0,97 mPas nur geringfügig über der Kontrollösung ohne PSS und erreichte bei 2613 kDa 14,5 mPas. Zunächst wurde von dem linearen Zusammenhang zwischen dem Produkt aus der Mobilität und der Viskosität mit dem zeta-Potential ausgegangen, wie es nach Smoluchowski zu erwarten ist. Im Bild 6.1 sind diese theoretischen zeta-Potentiale in Abhängigkeit vom Molekulargewicht eingetragen. Man erkennt einen dramatischen Zuwachs mit zunehmendem Molekulargewicht. Im Vergleich zum Kontrollwert ist das zeta-Potential in der Lösung mit 1 g/dl des 2613 kDa PSS von 13,1 mV auf 618 mV angewachsen. Die extrem hohen theoretischen Werte des zeta-Potentials legen nahe, daß


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die Versuche außerhalb des Gültigkeitsbereiches der Gleichung von Smoluchowski lagen. An dem Mobilitätszuwachs den die Erythrozyten in den PSS-Lösungen erfahren, läßt sich vermuten, daß eine Adsorption der negativ geladenen PSS-Moleküle stattfindet.

In Lösungen mit Polyelektrolyten können sich wie bei neutralen Polymeren Depletionschichten ausbilden. Bei neutralen Polymeren führt die Abnahme der Konfigurationsentropie der Polymere nahe der Grenzfläche zur Ausbildung einer Depletionschicht, wenn sie nicht durch eine positive Wechselwirkungsenergie ausgeglichen wird. Als zusätzlicher Faktor tritt bei geladenen Polymeren noch die elektrostatische Wechselwirkung hinzu [ 13 , 46 ]. Wie bereits im Kapitel 3.2 erläutert kann ein Polymerdepletioneffekt zu einer reduzierten Viskosität innerhalb der Doppelschicht führen, wodurch der lineare Zusammenhang zwischen der Lösungsviskosität und dem zeta-Potential verloren geht. Die vorliegenden Ergebnisse sprechen deutlich für einen Depletioneffekt.

Interessant ist auch, daß mit zunehmendem Molekulargewicht offensichtlich mehr Ladungen an die Oberfläche des Erythrozyten gebunden werden, obwohl die Monomerkonzentration in den Lösungen konstant bleibt. Die Adsorption von PSS war völlig reversibel und die Moleküle konnten ohne Probleme durch Waschen der Erythrozyten in gepufferter isotoner NaCl Lösung wieder entfernt werden.


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Bild 6.1: Elektrophoretische Mobilität (EPM) von menschlichen Erythrozyten in PSS-Lösungen bei einer Ionenstärke von 150mM (pH=7,4) und einer PSS Konzentration von 1g/dl in Abhängigkeit vom Molekulargewicht des Polymers sowie die dazugehörigen zeta-Potentiale (nach Smulochowski).

Tabelle 6.1: Zusammenfassung der Parameter zum Bild 6.1 (Mw: mittleres Molekulargewicht; µ: Mobilität; eta: Viskosität; zeta: zeta-Potential (nach Smulochowski).

Mw [kDa]

0

48,6

70

350

990

2613

µ [10-8m2V-1s-1]

1,13

1,31

1,38

1,86

2,34

3,31

eta [mPs]

0,9

0,97

1,21

2,0

4,95

14,5

zeta [mV]

13,1

16,4

21,5

48

149

618


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Bild 6.2: Elektrophoretische Mobilität von nativen Erythrozyten in isotonen PSS-Lösungen mit unterschiedlichen Ionenstärken (Angabe in der Legende in mM NaCl, pH = 7,4) und Molekulargewichten in Abhängigkeit von der Konzentration. Die Standardabweichung lag bei 5-15 %. Im unteren Bild sind die Viskositäten aufgetragen.

Im Bild 6.2 ist die Abhängigkeit der Mobilität von nativen Erythrozyten von der PSS Konzentration und der verwendeten Ionenstärke zu sehen. Im unteren Teil werden die Viskositäten dargestellt. Es wurden PSS Lösungen mit 70 kDa und 1000 kDa verwendet. Die Ionenstärke betrug jeweils 15 mM und 150 mM NaCl. Obwohl die Viskositäten der PSS-Lösungen mit der Konzentration anstiegen, nahmen gleichzeitig die Mobilitäten deutlich zu. Außer der insgesamt etwas höheren Mobilität bei niedrigen Ionenstärken scheint die Zunahme im wesentlichen linear von der PSS Konzentration abzuhängen. Die Ionenstärke scheint keinen allzu großen Einfluß auf den absoluten Zuwachs zu haben. Dies ist insofern bemerkenswert, als die Viskosität bei geringerer NaCl Konzentration nochmals signifikant angestiegen war.


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Bild 6.3: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit von der PSS Konzentration, dem Molekulargewicht sowie der Ionenstärke. Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt (siehe Gleichung (3.42) ). Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung bei 150 mM NaCl und 15 mM NaCl jeweils 12,6 mC/m2 und 8,7 mC/m2.

Um die Adsorptionsisothermen von PSS an der Erythrozytenoberfläche zu diskutieren, wird im folgenden davon ausgegangen, daß die Ausmaße der Depletionschicht die der Doppelschicht überschreiten. Die Viskosität innerhalb der Doppelschicht wurde gleich der Kontrollösung gesetzt. Im Bild 6.4 und Bild 6.3 ist jeweils die Zunahme der Oberflächenladung Deltasigma der Erythrozyten in den PSS Lösungen aus Bild 6.1 und Bild 6.2 dargestellt. Zur Berechnung der Ladungen wurde von einer Kugel mit einer glatten Oberfläche ausgegangen, die Struktur der Erythrozytenoberfläche also nicht berücksichtigt. Die angegebenen Ladungen lassen daher keine Rückschlüsse auf die absolute Adsorption zu. Vielmehr handelt es sich um effektive Ladungszunahmen, die sich untereinander vergleichen lassen.

Wie nach den Mobilitäten aus Bild 6.2 zu erwarten, nahmen die Oberflächenladungen in allen Lösungen ( Bild 6.3 ) stetig mit der Konzentration zu, wobei der Zuwachs in den Lösungen mit dem 1 MDa PSS noch deutlich größer war. Beim höhermolekularen PSS war bei geringeren Konzentrationen noch ein etwas steilerer Anstieg zu beobachten. Sowohl beim 70 kDa als auch beim 1 MDa lagen die Oberflächenladungen in den Lösungen größerer Ionenstärke immer etwas höher. Geringere Ionenstärken führten allerdings in den PSS-Lösungen zu größeren Viskositäten ( Bild 6.2 ) und die Debye-Länge ist von knapp 0,8 nm bei 150 mM auf 2,5 nm bei 15 mM angewachsen. Folglich


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muß es sich bei größeren Ionenstärken nicht um eine höhere adsorbierte Ladungsmenge und somit um eine von der Ionenstärke abhängige Adsorption handeln. Eine andere Möglichkeit wäre auch, daß sich bei niedrigen Ionenstärken doch noch ein stärkerer Einfluß der Viskosität auf die Mobilität bemerkbar macht.

Bild 6.4: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit vom Molekulargewicht. Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt. Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung in 13,2 mC/m2.

In den Lösungen mit 1 MDa PSS fiel auf, daß bei geringer Konzentration die Ladungszunahmen noch identisch sind und erst ab 0,3g/dl auseinander laufen. Mit zunehmender Polymerkonzentration nimmt aber auch die Depletionlänge ab. Auch dies könnte eine Ursache für eine geringere Mobilität und den scheinbar geringeren Ladungszuwachs erklären. Andererseits wächst das Viskositätsverhältnis der 15mM Lösung zur 150mM Lösung von der kleinsten verwendeten Konzentration 0,01g/dl bis zur größten 0,9g/dl von 1,23 auf 3,9. Ein Einfluß der Viskosität sollte sich daher bei höheren Konzentrationen deutlicher bemerkbar machen. Bezüglich der größeren Debye-Länge bei niedrigen Ionenstärken muß auch darauf hingewiesen werden, daß bei geladenen Polymeren mit abnehmender Ionenstärke auch die Depletionlänge zunimmt [ 46 ]. Dies liegt an den repulsiven elektrostatischen Kräfte zwischen den geladenen Polymeren, die mit abnehmender Ionenstärke zunehmen, weil die Ladungen weniger stark abgeschirmt werden. Im vorliegenden Fall wird dieser Prozeß gewissermaßen der Zunahme der Debye-Länge entgegenwirken. Bezüglich der Ladungszuwächse bei geringen Konzentrationen muß auch darauf hingewiesen werden, daß diese im Bereich der Standardabweichung liegen und daher keine eindeutigen Schlüsse zulassen.


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Wie im Kapitel 5 demonstriert, kann eine Depletionschicht, die durch neutrale Polymerere verursacht wird, durch Variation der Debye-Länge vermessen werden. Bei geladenen Polymeren ist dies nicht mehr möglich, weil die Ionenstärke auch die Depletionschichtdicke beeinflußt.

Im Bild 6.4 ist die absolute Ladungszunahme in Abhängigkeit vom Molekulargewicht zu sehen. Wie bereits nach den Mobilitäten in Bild 6.1 zu erwarten, wächst die adsorbierte Ladungsmenge deutlich mit dem Molekulargewicht.

Bild 6.5: Absolute Ladungszunahme an der Zelloberfläche nativer Erythrozyten in PSS Lösungen in Abhängigkeit von der Ionenstärke bei zwei 1 MDa PSS Konzentrationen . Zur Berechnung wird von einem glatten sphärischen Partikel ausgegangen und die Viskosität der Lösungen vernachlässigt. Ohne PSS beträgt die Oberflächenladung: 13,7 mC/m2 bei 200 mM, 12,6 mC/m2 bei 150 mM NaCl und 8,7 mC/m2 bei 15 mM NaCl.

Im Bild 6.5 ist für zwei Polyelektrolytkonzentrationen (1 MDa PSS) die Abhängigkeit der (vermeintlichen) Adsorption an der Erythrozytenoberfläche von der Ionenstärke zu sehen. Wie oben beschrieben wurden zur Berechnung die Viskosität und die haarige Oberflächenstruktur vernachlässigt. Deutlich zu erkennen ist die mit zunehmender Ionenstärke zunehmende Ladungdifferenz.

Insgesamt läßt sich festhalten, daß die Desorption der Polymere eine eher schwache Physisorption durch van der Waals Kräfte nahe legt. Dies wäre auch im Einklang mit der Konzentrationsabhängigkeit. Die Abhängigkeit der Adsorption von der Ionenstärke wird dann in der stärkeren repulsiven Wechselwirkung zwischen den Polyelektrolyten untereinander bei geringeren Ionenstärken begründet liegen [ 46 ]. Bei sehr geringen PSS Konzentrationen könnte diese Wechselwirkung dann keine Rolle mehr spielen, wie es


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in den Lösungen mit 1 MDa PSS beobachtet wurde ( Bild 6.3 ). Hier war die Ladungszunahme anfangs unabhängig von der Ionenstärke.

Bild 6.6: Mobilität von fixierten Erythrozyten und mit mehreren Polyelektrolytschichten beschichteten Erythrozyten (siehe Abschnitt 6.2 ) in gepufferter NaCl (150 mM) Lösung (PBS) und mit jeweils 1 g/dl 70 kDa und 1 g/dl 1 MDa PSS.

Im Bild 6.6 werden die Mobilitäten von fixierten Erythrozyten und von fixierten Erythrozyten mit mehreren Schichten aus konsekutiv adsorbierten Polyelektrolyten dargestellt, wobei die letzte Schicht aus 70 kDa PSS bestand. Auf die Beschichtung wird detailliert in Abschnitt 6.2 eingegangen. Für das vorliegende Problem ist nur entscheidend, daß die beschichteten Erythrozyten in der Kontrollösung und in den beiden PSS Lösungen (jeweils 1 g/dl 70 kDa und 1 MDa) ungefähr die gleiche Mobilität hatten. Dies legt zum einen die Vermutung nahe, daß kein weiteres PSS mehr an die Oberfläche gebunden wird. Außerdem bestätigt sich die Annahme einer Polymerdepletionschicht, die von ihren Ausmaßen deutlich die Debye-Länge überschreitet.

6.2. Erythrozyten als Template zur Herstellung von Polyelektrolytkapseln

Der erste Schritt bei der Herstellung von Polyelektrolytkapseln auf der Grundlage von fixierten Erythrozyten ist die konsekutive Adsorption von entgegengestzt geladenen Polyelektrolyten. Da das Oberflächenpotential von fixierten Erythrozyten negativ ist, wird bei der konsekutiven Beschichtung mit positiv geladenem


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Polyallylaminehydochlorid (PAH) begonnen, gefolgt von negativ geladenem Polystyrensulfonat (PSS). Im Bild 6.7 ist die elektrophoretische Mobilität von fixierten Erythrozyten in Abhängigkeit von der Anzahl der adsorbierten Polyelektrolytschichten dargestellt. Nach der ersten PAH Schicht ist die Mobilität der Erythrozyten noch negativ und nur um ca. ein Drittel geringer als bei den Kontrollzellen. Erst ab der zweiten PAH Schicht ([PAH/PSS]1PAH) wird die Mobilität positiv, kehrt sich also durch die adsorbierten PAH Polymere um. Ab der dritten PAH-Schicht ([PAH/PSS]2PAH) werden die Mobilitäten nahezu unabhängig von der Anzahl der darunterliegenden Schichten. Bei der PSS-Adsorption ist die Ausbildung der negativen Schichten von Anfang an wesentlich deutlicher zu erkennen. Verglichen mit den Kontrollzellen führt die erste PSS-Schicht ([PAH/PSS]1) zu einer doppelt so hohen negativen elektrophoretischen Mobilität. Ähnlich wie bei den PAH-Schichten läuft die Mobilität in eine Sättigung, die aber bis zur fünften PSS-Schicht ([PAH/PSS]5) scheinbar nicht ganz erreicht wird.

Bild 6.7: Elektrophoretische Mobilität von fixierten Erythrozyten mit konsekutiven PAH- und PSS-Schichten in einer gepufferten NaCl-Lösung (PBS). Eine ungerade Schichtanzahl bedeutet, daß die äußerste Schicht PAH ist ([PAH/PSS]xPAH) und eine gerade Anzahl heißt, daß die letzte Schicht PSS ist ([PAH/PSS]x).

Bei der Adsorption der gleichen Polyelektrolyte auf geladenen Latexpartikeln [ 29 ] wurde dagegen festgestellt, daß mit jeder Schicht ein Vorzeichenwechsel der Mobilität bzw. des zeta-Potentials unabhängig von der Anzahl der Schichten stattfindet. Dieser Unterschied wird an der komplizierteren Oberflächenstruktur der Erythrozyten liegen.


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Bei Erythrozyten sind die Oberflächenladungen in einer Schicht von mehreren Nanometern Dicke verteilt [ 26 , 27 , 93 ]. Vermutlich werden diese nach den ersten Schichten noch nicht völlig abgedeckt.

Um sicher zu gehen, daß es sich um ein Schichtwachstum handelt ohne den Austausch oder Verlust von Polyelektrolyten wurden noch Floreszenzmessungen durchgeführt. Dazu wurden auf die beschichteten Erythrozyten nach der zehnten Schicht noch weitere mit floreszenzmarkiertem (FITC) PAH (mPAH) aufgebracht. Diese Zellen wurden anschließend mit einem Durchflußzytometer untersucht. Im Bild 6.8 sind die Intensitätssignale von Zellen mit 12 ([PAH/PSS]5[mPAH/PSS]1), 14 ([PAH/PSS]5[mPAH/PSS]2) und 16 ([PAH/PSS]5[mPAH/PSS]3) Schichten zu sehen. Die Zunahme des Floreszenzsignales ist nahezu proportional zur Anzahl der Schichten aus FITC markiertem PAH.

Bild 6.8: Intensitätsverteilung des Floreszenzsignales aufgenommen mit einem Flowcytometer. Zu sehen sind die Signale von drei aufeinander folgenden FITC markierten PAH-Schichten (mPAH), die auf fixierte Erythrozyten mit bereits 10 Schichten [PAH/PSS]5 aufgebracht wurden.


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Bild 6.9: SEM-Aufnahme eines fixierten Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichten ([PAH/PSS]5).

Im Bild 6.9 ist eine Aufnahme mit einem Rasterelektronenmikroskop (SEM) von einem fixierten Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichen zu sehen. Die regelmäßigen Deformationen sind Präparationsartefakte aufgrund der notwendigen Trocknung des Präparates. Die Erythrozyten schrumpfen dabei stärker als die Polyelektrolythüllen. Dieser Prozeß macht dann die wenige Nanometer dünnen Polyelektrolytschichten in dem SEM Bild überhaupt erst sichtbar.

Im Bild 6.10 wird die Herstellung von Polyelektrolytkapseln noch einmal schematisch dargestellt. Nach der Adsorption einer ausreichenden Anzahl von Schichten erfolgt die Behandlung mit einer NaOCl-Lösung zum Zersetzten der Proteine. Die zerstörten Proteine können aus den Polyelektrolytkapseln heraus diffundieren. Durch anschließendes Waschen der Suspension werden die Kapseln von den Proteinresten getrennt.


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Bild 6.10: Schematische Darstellung der konsekutiven Beschichtung mit Polyelektrolyten sowie der anschließenden Auflösung von fixierten Erythrozyten bei der Verwendung als Templat für die Herstellung von Polyelektrolytkapseln.

Im Bild 6.11 ist eine Folge von Aufnahmen eines Transmissionselektronenmikroskopes (TEM) zu sehen. Im ersten Bild (a) wird der Schnitt durch Erythrozyten dargestellt und im zweiten (b) durch Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichten. Das letzte Bild (c) zeigt den Schnitt durch eine Polyelektrolythülle, wie sie nach dem Auflösen der Proteine von beschichteten Erythrozyten übrig bleibt. Beim Vergleich der beschichteten Zellen mit den unbeschichteten erkennt man deutlich die Polyelektrolytschicht. Auffällig an der Polyelektrolytkapsel im Bild 6.11 c ist, daß sie keinerlei Hinweis auf Löcher oder Risse liefert. Im Rahmen der Auflösung erscheinen die Schichtdicken in b) und c) sehr gleichmäßig. Weiterhin fällt bei der Polyelektrolythülle noch auf, daß sie in ihrer Form nicht allzu sehr von der eines Erythrozyten abweicht. Die Hülle zeigt aufgrund der Einbettung bei der Zubereitung des Präparates für die TEM-Messungen eine vom ursprünglichen Erythrozyten abweichende Form, da während dieses Prozesses starke mechanische Kräfte auf die Hüllen einwirken. So waren die Schnitte der Kapseln zum Teil recht stark deformiert, allerdings ohne Risse oder ähnliches aufzuweisen.


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Bild 6.11: TEM-Aufnahmen a) fixierter Erythrozyten, b) fixierter Erythrozyten mit 10 Polyelektrolytschichten und c) einer Polyelektrolythülle (10 Schichten) nach dem Zersetzten der Zelle. Die Balken entsprechen jeweils 1 µm.


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Bild 6.12: SEM-Aufnahme fixierter Echinozyten mit 10 Polyelektrolytschichten ([PAH/PSS]5).

Im Bild 6.12 ist eine SEM Aufnahme von beschichteten Echinozyten zu sehen. Um Echinozyten zu fixieren, wurden Erythrozyten unmittelbar vor der Fixierung mit Acetylsalicylsäure behandelt (Kapitel 2.2.2 ). Die Beschichtung mit Polyelektrolyten konnte dann genauso erfolgen wie bei den Discozyten. In der SEM Aufnahme läßt sich noch kein Hinweis auf die adsorbierten Polyelektrolytschichten erkennen. Im Bild 6.13 und im Bild 6.14 sind Aufnahmen mit einem Kraftmikroskop (AFM) von durch Trocknung zusamengefallenen Polyelektrolytkapseln zu sehen. Im Bild 6.13 dienten Discozyten als Templat und im Bild 6.14 Echinozyten. Bei den Discozyten sind nur recht wenige Falten und Unregelmäßigkeiten zu erkennen. Die Kapseln die mit Echinozyten hergestellt wurden, weisen dagegen wesentlich deutlichere Strukturen auf, die sich eindeutig auf die Spitzen der Echinozyten zurückführen lassen.


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Bild 6.13: AFM-Aufnahmen (10µm×10µm) von Polyelektrolytschalen mit Erythrozyten als Vorlage (10 Schichten): a) Höhenprofil bei konstantem Sonden-Oberflächen-Abstand (0-100nm), b) Spannungsprofil bei konstanter Amplitude (DeltaU=0,2V).

Bild 6.14: AFM-Aufnahmen (10µm×10µm) von Polyelektrolytschalen mit Echinozyten als Vorlage (10 Schichten): a) Höhenprofil bei konstantem Sonden-Oberflächen-Abstand (0-150nm), b) Spannungsprofil bei konstanter Amplitude (DeltaU=0,2V).

Wesentlich besser lassen sich die Formen der Hüllen mit Hilfe der konfokalen Mikroskopie darstellen. Die Auflösung ist zwar deutlich geringer, aber die Hüllen lassen sich in wässrigen Lösungen betrachten. Auf diese Weise wird die mechanische Beanspruchung wesentlich geringer gehalten und ein Zusammenfallen der Kapseln vermieden. Im Bild 6.15 ist eine Folge von konfokalen Aufnahmen von Polyelektrolytschalen mit der Form von Echinozyten zu sehen. Um die Hüllen sichtbar zu machen, besteht die äußerste Schicht aus FITC markiertem PAH ([PAH/PSS]5mPAH). Die Schnittebenen liegen 1 µm auseinander. Die Form der Hüllen spiegelt im Rahmen der Auflösung ohne Einschränkung die der Echinozyten wieder.


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Bild 6.15: Konfokale Rasteraufnahmen (16 µm ×16 µm) einer Polyelektrolytschale aus 11 Schichten, die aus Echinozyten hergestellt wurde. Die äußerste Schicht besteht aus FITC markiertem PAH. Der Abstand der Scanebenen beträgt 1 µm.

6.3. Aussichten und Zusammenfassung

Im ersten Teil dieses Kapitels wurden Ergebnisse von nativen Erythrozyten in verschiedenen PSS-Lösungen vorgestellt. Es zeigte sich, daß PSS zum einen reversibel adsorbiert und zum anderen einen deutlichen Depletioneffekt herbeiführt. Mit den elektrophoretischen Messungen war es möglich das Adsorptionsverhalten von geladenen Polymeren in Anwesenheit dieser Polymere an Partikeloberflächen zu untersuchen. Bei der Interpretation der vorliegenden Untersuchungen wurde von einer glatten Sphäre ausgegangen. Weiterhin wurde ein Einfluß der Polymere auf die Viskosität in der Doppelschicht vernachlässigt. Die experimentellen Ergebnisse legen diese zweite Vereinfachung durch die zum Teil extrem hohen Viskositäten bei gleichzeitig extrem hohen Mobilitäten nahe. Um allerdings zu quantitativen Aussagen zur Adsorption zu gelangen, wird in Zukunft an weiteren theoretischen Ansätzen gearbeitet werden müssen. So muß in der Theorie sowohl ein Depletioneffekt inklusive der elektrostatischen Wechselwirkungen innerhalb der Polymere berücksichtigt werden, als auch die haarige Struktur der Zelloberfläche, wie sie bei Erythrozyten vorliegt.

Im zweiten Teil dieses Kapitels wurde die Möglichkeit vorgestellt, Schichten aus Polyelektrolyten auf die Oberfläche fixierter Erythrozyten aufzubringen. Anschließend wurden die Zelle aufgelöst, wodurch die Herstellung von Polyelektrolytkapseln mit Erythrozyten als Vorlage gelang. Die Hüllen wiesen mehr oder weniger die gleichen Formen und Größen wie ihre Template auf. Eine Aussicht, den diese Technik für die nahe Zukunft liefert, ist die Möglichkeit auf der Grundlage anderer biologischer Zellen, Polyelektrolytkapseln in geradezu unbegrenzter Formenvielfalt herzustellen. So zeigte


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sich auch bei der Herstellung von Polyelektrolytkapseln auf der Grundlage von Echinocyten, daß sich diese wesentlich komplexere Form auf die Kapseln übertragen läßt.

Bild 6.16: Konfokale Rasteraufnahmen von Polyelektrolytschalen (Erythrozyten als Templat) in 100 µM 6-CF Lösung: a) 10 Schichten (11,4 µm× 11,4 µm), b) 10 Schichten plus eine zusätzliche Schicht DPPA (18 µm × 18 µm).

Mögliche Anwendungen für diese Polyelektrolythüllen werden insbesondere in der Verwendung als Kapseln im Mikro- und Nanometerbereich in sowohl technologischen als pharmazeutischen Bereichen liegen. Eine Voraussetzung ist dabei die Permeabilität der Schalen zu kontrollieren. Durch die Polyelektrolytschichten können kleinere Moleküle ungehindert durchdringen, wie es bereits durch das Auflösen der Proteine beim Herstellungsprozeß zu erkennen war. Durch das Aufbringen von Lipiden auf die Außenseite der Erythrozytenhüllen ist es kürzlich gelungen, die Permebilität drastisch zu reduzieren<2>. Im Bild 6.16 sind zwei konfokale mikroskopische Aufnahmen von Polyelektrolytschalen zu sehen. In beiden Fällen wurde als Floureszenzmarker 6-Carboxyfluorescin (6-CF) in die Lösungen gegeben. Im Bild 6.16 a sind Polyelektrolytschalen zu sehen. Offensichtlich kann 6-CF ungehindert in das Innere der Schalen eindringen. Im Bild 6.16 b wurde auf die Schalen zuvor eine Lipidschicht gebracht (hier: Dipalmitoylphosphatidsäure (DPPA)). Es ist deutlich zu erkennen das 6-CF nicht mehr in die Partikel eindringen kann. Es zeigte sich, daß selbst eine Inkubationszeit von 20h nicht ausreichte, um die innere 6-CF Konzentration an die


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äußere anzugleichen. Die Verbindung von Polyelektrolytschalen mit Lipidschichten ermöglicht es so die Permeabilität dieser Partikel zu kontrollieren.

Eine weitere interessante Anwendung stellt die gezielte Präzipitation von organischen und anorganischen Materialen in diesen Kapseln dar [ 1 , 80 ]. Im Bild 6.17 ist hierfür als Beispiel eine Polyelektrolytschale zu sehen, in der 6-CF auskristallisiert ist<3>. Im Bild 6.17 a ist eine lichtmikroskopische Aufnahme der mit 6-CF gefüllten Hüllen zu sehen, die hier völlig lichtundurchlässig erscheinen. Bild 6.17 b zeigt eine konfokale Aufnahme, in der die Floureszensz der 6-CF gefüllten Hülle deutlich zu erkennen ist. Es lassen sich also Materialien in diesen Kapseln präzipitieren, wobei die Form und Größe durch die der Kapseln vorgegeben sind. Somit ermöglichen die Hüllen die Herstellung von Kolloiden mit ausgezeichneten monodispersiven Eigenschaften in quasi beliebiger Formenvielfalt.

Bild 6.17: Mikroskopische Aufnahmen (12 µm × 12 µm) von Polyelektrolytschalen (Erythrozyten als Templat, 10 Schichten) in denen 6-CF präzipitiert wurde: a) Durchlichtaufnahme, b) konfokale Rasteraufnahme.

Neben diesen Gestaltungsmöglichkeiten, welche die Polyelektrolythüllen liefern, könnte auch das gezielte Aufbringen von Polyelektrolytschichten auf native Zellen eine interessante Möglichkeit im Bereich der Bioeinkapselung darstellen. Untersuchungen werden auch in diesem Feld nötig sein, um eventuell vorhandene Vorteile gegenüber anderen Methoden abzustecken. Die mechanische Stabilität und auch die Möglichkeit die Permeabilität der Polyelektrolytkapseln zu steuern, lassen auf ein enormes Potential


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hoffen. So könnten Polyelektrolytfilme auf Zellen diese gegen mechanische, chemische und auch biologische Bedrohung schützen.

Fußnoten:
<2>

Donath et al., bisher unveröffentlichte Resultate

<3>

Donath et al., bisher unveröffentlichte Resultate


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