Wieske, Martin: Beiträge zur Struktur und Funktion des kleinen Säuger-Streßproteins HSP25 unter besonderer Berücksichtigung der Wechselwirkung mit Actin
Beiträge zur Struktur und Funktion des kleinen Säuger-Streßproteins HSP25
unter besonderer Berücksichtigung der Wechselwirkung mit Actin
Dissertation

zur Erlangung des akademischen Grades
doctor rerum naturalium
(Dr. rer. nat.)
im Fach Biologie

eingereicht an der
Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
der Humboldt-Universität zu Berlin

von Diplom-Biologe Martin Wieske,
geboren am 12.11.1963 in Leeden

Präsident der Humboldt-Universität zu Berlin
Prof. Dr. H. Meyer

Dekan der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
Prof. Dr. J. Rabe

Gutachter:
1. Prof. Dr. Andreas Herrmann, Berlin
2. Prof. Dr. Matthias Gaestel, Halle
3. Prof. Dr. Joachim Behlke, Berlin

Tag der mündlichen Prüfung: 22. September 1998

Abstract

HSP25 is a member of the ubiquitous family of small heat shock proteins belonging to the big class of stress proteins. It is related to acquiring of cellular thermotolerance, can act as molecular chaperone, is able to inhibit polymerization of actin in vitro and can form high molecular weight complexes. In this thesis the isolation, structural and functional characterization of this protein as well as its abundance in different tissues of rats suffering on pathological forms of hypertension is analyzed:

Keywords:
heat shock proteins, hsp25, structure, actin, peptides

Zusammenfassung

HSP25 ist ein Vertreter der ubiquitär verbreiteten kleinen Hitzeschockproteine, einer Familie innerhalb der großen Klasse der Streßproteine. Es ist an der Vermittlung von zellulärer Streßtoleranz beteiligt, besitzt Chaperoneigenschaften, hemmt die Actinpolymerisation in vitro und ist in der Lage, supramolekulare Komplexe auszubilden. Die hier vorgelegte Arbeit befaßte sich mit der Isolierung, der strukturellen und funktionellen Charakterisierung des Proteins und seinem Vorkommen in verschiedenen Geweben von Ratten mit pathologisch erhöhtem Blutdruck:

Schlagwörter:
Hitzeschock-Proteine, Struktur, Actin, Peptide


Seiten: [1] [2] [3] [4] [5] [6] [7] [8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] [15] [16] [17] [18] [19] [20] [21] [22] [23] [24] [25] [26] [27] [28] [29] [30] [31] [32] [33] [34] [35] [36] [37] [38] [39] [40] [41] [42] [43] [44] [45] [46] [47] [48] [49] [50] [51] [52] [53] [54] [55] [56] [57] [58] [59] [60] [61] [62] [63] [64] [65] [66] [67] [68] [69] [70] [71] [72] [73] [74] [75] [76] [77] [78] [79] [80] [81] [82] [83] [84] [85] [86] [87] [88] [89] [91] [92] [93] [94] [95] [96]

Inhaltsverzeichnis

TitelseiteBeiträge zur Struktur und Funktion des kleinen Säuger-Streßproteins HSP25 unter besonderer Berücksichtigung der Wechselwirkung mit Actin
Widmung
1 Einleitung
1.1Ziel der Arbeit
2 Material und Methoden
2.1Isolierung von HSP25 aus EAT
2.1.1Zellaufschluß
2.1.2Ammoniumsulfatfällung
2.1.3DEAE-Cellulose-Säule
2.1.4Hydroxylapatit-Säule
2.1.5Mono Q-Säule
2.1.6Isolierung und Fraktionierung von HSP25-Spezies
2.2HSP25-Expression in E.coli, Isolierung und in vitro-Phosphorylierung
2.3Actin-Präparation und -Markierung
2.3.1Präparation von Actin
2.3.2Präparation von Fluoreszenz-markiertem Actin
2.3.3Präparation von Actin-Keimen
2.4Bestimmung des HSP25- und HSP70-Gehaltes in Gewebeproben
2.4.1Gewebeaufarbeitung
2.4.2Quantifizierung
2.5SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE)
2.6Western-Blot
2.7Elektronenmikroskopie
2.7.1Negativkontrastierung
2.7.2Bildverarbeitung
2.7.2.1Digitalisierung der Negative
2.7.2.2Strukturanalyse
2.7.2.3Partikelgrößenanalyse
2.8Hydrodynamische Methoden
2.9Fluoreszenzspektroskopie
2.10Peptid-Synthese
2.11Peptid-Epitop-Scanning
2.12Sequenzdaten
3 Ergebnisse
3.1Isolierung von HSP25
3.2Struktur von HSP25
3.2.1Natives HSP25
3.2.1.1Elektronenmikroskopische Untersuchungen
3.2.1.2Hydrodynamische Untersuchungen
3.2.1.3Ableitung eines Strukturmodells für natives HSP25
3.2.2Rekombinantes HSP25 und HSP25-Mutanten
3.2.2.1Elektronenmikroskopische Untersuchungen
3.2.2.2Statistische Analyse der Partikelgrößen
3.3Wechselwirkung von kHSPs mit Actin
3.3.1Hemmung der Actinpolymerisation durch kHSPs und HSP25-Mutanten
3.3.2Hemmung der Actinpolymerisation durch Peptide von kHSPs
3.3.3Hydrodynamische Parameter von Actin und HSP25-Peptiden
3.3.4Peptid-Epitop-Scanning von HSP25 und Actin
3.4HSP25- und HSP70-Gehalt in Organen normotoner und hypertoner Ratten
3.4.1Spontan hypertensive Ratten
3.4.2Goldblatt-operierte Ratten
3.4.3Transgene Ratten mit zusätzlichem Renin-Gen
4 Diskussion
4.1Isolierung und strukturelle Charakterisierung von HSP25
4.2Hemmung der Actinpolymerisation durch HSP25 und kHSP-Peptide
4.3Vorkommen von HSP25 und HSP70 bei Hypertonie
4.4Modell der Struktur-Funktionsbeziehungen von HSP25
5 Zusammenfassung
Bibliographie Literaturverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis Abkürzungen
Anhang A Eigene Veröffentlichungen
Danksagung
Selbständigkeitserklärung

Tabellenverzeichnis

Tab. 1: Aufreinigungsschritte bei der Actin-Präparation
Tab. 2: Pippetierschema für 10 SDS-Gradientengele bzw. 2 Sammelgele
Tab. 3: Bilanz einer repräsentativen HSP25-Präparation
Eine typische Präparation umfaßte etwa 8 x 109 EAT-Zellen.
Tab. 4: Statistische Auswertung der Partikelgrößen von HSP25-Wildtyp und -Mutanten
Ausgewertet wurde der einer Fläche von 1 µm² entsprechende Bereich einer repräsentativen elektronenmikroskopischen Aufnahme der jeweiligen Mutante. Insgesamt wurden 3156 (wt), 4838 (S15D), 6363 (S78,82D), 8113 (S15,78,82D) bzw. 7709 (HSP25-P) Komplexe detektiert. Die fünf Klassen mit der größten Anzahl von Partikeln jeder HSP25-Spezies sind grau unterlegt.
Tab. 5: Peptid-Bibliothek der HSP25-Sequenz
Peptid 1 repräsentiert den N-Terminus und Peptid 22 den C-Terminus des Proteins. Die Peptide haben überlappende Enden von 4-7 Aminosäuren und wurden bis auf die Peptide 1, 2 und 10 als 15mer synthetisiert. Die nicht mit Nachbarpeptiden überlappenden Regionen sind durch Fettdruck hervorgehoben.
Tab. 6: Vergleich der vom Maus HSP25 Peptid 11 abgeleiteten Sequenzen
Die Peptide wurden entsprechend der HSP25-Sequenz verschiedener Spezies (Maus, Mensch und Huhn) und der Maus alphaB-Crystallin-Sequenz synthetisiert. N- bzw. C-terminale Verkürzungen oder Verlängerungen, ausgehend vom Peptid 11 der Maus, spiegeln sich in der Bezeichnung der Peptide wider. Die Nummern geben die Position der N-terminalen (links) und der C-terminalen (rechts) Aminosäuren der Peptide im Protein an. Die Effektivität der Peptide im Actinpolymerisationsexperiment ist durch relative Werte im Vergleich zum Peptid 11 angegeben. Die Angaben in Klammern beziehen sich auf die phosphorylierte Variante des Peptids (P). Die jeweils phosphorylierten Serinreste sind in der Sequenz durch Unterstreichung und Fettdruck markiert.
Tab. 7: Hydrodynamische Parameter einiger HSP25-Peptide
Mth = theoretisches Molekulargewicht, Mex = experimentell bestimmtes Molekulargewicht, s = Sedimentationskoeffizient, D = Diffusionskoeffizient, = partielles spezifisches Volumen, f/f0 = Reibungsverhältnis, V = Volumen
Tab. 8: Sequenzen der mit HSP25 wechselwirkenden Actin-Peptide
Aufgelistet sind die Sequenzen der detektierten Peptide wie in Abb. 3.15 dargestellt. Die Nummern entsprechen den Peptiden der Actin-Bibliothek (siehe Tab. 7.3 im Anhang). Die Konsensusmotive der beiden detektierten Sequenzbereiche sind durch Einrahmung her-vorgehoben.
Tab. 10: Gehalt an HSP25 und HSP70 in Gewebeproben von normotonen (WKY) und spontan hypertensiven Ratten (SHRSP)
Die Mengen sind Mittelwerte von jeweils drei Tieren. Die relative Menge an HSP70 in den Proben bezieht sich auf die in 10 µl EAT-Standard enthaltene Menge an HSP70.
Tab. 11: Gehalt an HSP25 und HSP70 in Gewebeproben von Goldblatt-operierten (2K1C) und scheinoperierten Sprague-Dawley-Ratten (SD)
Die Mengen sind Mittelwerte von jeweils drei Tieren. Die relative Menge an HSP70 in den Proben bezieht sich auf die in 10 µl EAT-Standard enthaltene Menge an HSP70.
Tab. 12: Tier- und Herzgewichte von TGR(mREN2)27- und Sprague-Dawley-Ratten (SD)
Tab. 13: Gehalt an HSP25 und HSP70 in Ventrikeln von TGR(mREN2)27- und Sprague-Dawley-Ratten (SD)
Die Zahl in Klammern gibt die Anzahl der gemittelten Werte wieder. Die relative Menge an HSP70 in den Proben bezieht sich auf die in 10 µl EAT-Standard enthaltene Menge an HSP70.
Tab. 14: Relative Unterschiede im HSP-Gehalt von Herzgewebe und Aorta zwischen normotonen und hypertonen Ratten der drei Hypertonie-Modelle
Zugrunde gelegt wurden die Mittelwerte der Mengen an HSP25 bzw. HSP70, wie sie in den Tabellen 3.7 bis 3.9 aufgelistet sind. Bezugspunkt ist jeweils der Mittelwert der Proben der normotonen Tiere. n.b. = nicht bestimmt.
Tab. 15: Abkürzungen der Aminosäuren
Tab. 16: Sequenzen der Zellulose-gebundenen HSP25-Peptid-Bibliothek (HSP25 der Maus)
Tab. 17: Sequenzen der Zellulose-gebundenen Actin-Peptid-Bibliothek (humanes alpha-Skelett-muskel-Actin)

Abbildungsverzeichnis

Abb. 3.1: FPLC-Chromatogramme der Aufreinigungsschritte des nativen HSP25
Trennung der Präparate nach: A, DEAE52-Säule; B, Hydroxylapatit-Säule; C, Mono Q-Säule. In den Elutionsprofilen sind die Absorption der Eluate bei 280 nm (\|[boxh ]\|) und der Verlauf des Gradienten (---) aufgezeichnet. Die gekennzeichneten Flächen im Elutionsprofil markieren die zur weiteren Aufreinigung verwendeten Fraktionen. Dabei entspricht jede senkrechte Linie einer Fraktion.
Abb. 3.2: Proteinmuster der Proben und Nachweis von HSP25 nach den einzelnen Reinigungsschritten
SDS-PAGE (oben) und Western-Blot (unten) der Präparate nach der Lyse der EAT-Zellen (Bahn 1), Ammoniumsulfat-Fällung (Bahn 2), DEAE-Zellulose-Säule (Bahn 3), Hydroxylapatit-Säule (Bahn 4) und Mono Q-Säule (Bahn 5). Der Pfeil markiert die Position der HSP25-Bande.Abb. 1:
Abb. 3.3: Elektronenmikroskopische Darstellung von nativem HSP25
A, niedermolekulares HSP25. B, HSP25-Komplexe. Die Meßbalken weisen eine Länge von 50 nm auf. Vergrößerung 235.000 x.
Abb. 3.4: Ergebnisse der Strukturanalyse der negativ kontrastierten HSP25-Komplexe
A, Galerie charakteristischer Ansichten von HSP25-Komplexen. Die Ansichten entsprechen aufsummierten und gemittelten Einzelbildern. B, Die ersten 12 Eigen-Bilder, die bei der Bildverarbeitung generiert wurden. Die Symmetrie-Eigenschaften des Datensatzes treten in der mittleren und unteren Reihe zutage.
Abb. 3.5: Grafiken zur Bestimmung der Sedimentations- und Diffusionskoeffizienten
Alle Diffusionsexperimente wurden bei einer Drehzahl von 6.000 U/min durchgeführt. XWP steht für den Betrag der Verbreiterung der wandernden Grenzschicht am 16 bzw. 84%-Wert des Plateaus. A, Bestimmung des Sedimentations- und Diffusionskoeffizienten des Überstands der HSP25-Präparation. Die Rotorgeschwindigkeit für die Sedimentation betrug 40.000 U/min. B, Bestimmung des Sedimentations- und Diffusionskoeffizienten von Fraktion 2. Die Rotorgeschwindigkeit für die Sedimentation betrug 30.000 U/min. C, Bestimmung der Sedimentationskoeffizienten von Fraktion 2 () und 3 (). Die Trennung der beiden Fraktionen war nach ca. 50 min möglich. Die Rotorgeschwindigkeit betrug 20.000 U/min. D, Bestimmung des Sedimentations- und Diffusionskoeffizienten von Fraktion 4. Die Rotorgeschwindigkeit für die Sedimentation betrug 20.000 U/min.
Abb. 3.6: Strukturmodell für die aus EAT-Zellen aufgereinigten HSP25-Komplexe
Modelle der dreidimensionalen Struktur der HSP25-Komplexe mit den dazugehörigen experimentell (ohne Klammern) und rechnerisch (in Klammern) bestimmten Parametern. Die Dimension [F] steht für 10-7cm2/s, _ für Durchmesser und h für Höhe. n.b. = nicht bestimmt.
Abb. 3.7: Elektronenmikroskopische Darstellung von rekombinantem murinem HSP25
A, HSP25-Wildtyp. B, HSP25-DeltaC18-Mutante. Die Proteinkonzentration betrug bei beiden Präparaten 0,1 mg/ml. Die Meßbalken weisen eine Länge von 50 nm auf. Vergrößerung 270.000 x.
Abb. 3.8: Elektronenmikroskopische Darstellung von rekombinantem menschlichem HSP25
A, HSP25-Wildtyp. B, HSP25-S15D. C, HSP25-S78,82D. D, HSP25-S15,78,82D. E, phosphoryliertes wt-HSP25. Die Proteinkonzentration betrug bei allen Präparaten 0,1 mg/ml. Die Meßbalken weisen eine Länge von 50 nm auf. Vergrößerung 270.000 x.
Abb. 3.9: Hemmung der Actinpolymerisation durch kHSPs und HSP25-Mutanten
A, Actinpolymerisation (50 µg/ml G-Actin = 1,16 µM) ohne (Kurve 1) oder mit 4,3 µg/ml (= 0,1 µM) Actin-Keimen (Kurve 2). B, Actinpolymerisation (50 µg/ml G-Actin) unbeeinflußt (Kurve 1) oder in Anwesenheit eines zweifachen molaren Überschusses an nativem HSP25 (Kurve 2). C, Actinpolymerisation (50 µg/ml G-Actin) unbeeinflußt (Kurve 1) oder in Anwesenheit eines 20-fachen molaren Überschusses an humanem HSP25 (Kurve 3), murinem HSP25-DeltaC18 (Kurve 2, nur 10-facher Überschuß) bzw. humanem HSP25-S15,78,82D (Kurve 4).
Abb. 3.10: Einfluß von HSP25 Peptid 6 und 11 auf die Actinpolymerisation
A, Actinpolymerisation (2µM G-Actin) in Abwesenheit (Kurve 1) oder Anwesenheit von 16 µM Peptid 11 (Kurve 3) oder 16 µM Peptid 6 (Kurve 2). B, Actinpolymerisation in Anwesenheit von 0-, 4-, 8-, 12- und 16- fachem molaren Überschuß von Peptid 6 zu G-Actin (2 µM), Actinpolymerisation in Anwesenheit von 0, 0,5, 1, 2, 4, 6, 8 und 10-fachem molaren Überschuß von Peptid 11 zu G-Actin (2 µM). D, prozentuale Hemmung der Actinpolymerisation bei verschiedenen molaren Verhältnissen von Peptid 6 () und Peptid 11 () zu G-Actin. Die Daten ergeben sich aus dem Anstieg der in Teil B und C dargestellten Kurven.
Abb. 3.11: Darstellung des Einflusses von HSP25 Peptid 11 auf die Actinpolymerisation mittels Elektronenmikroskopie
A, Actinpolymerisation (1 µM) in Abwesenheit (A) und in Anwesenheit von 10 µM Peptid 11 (B). Die Meßbalken weisen eine Länge von 200 nm auf. Vergrößerung, x 90 000.
Abb. 3.12: Einfluß verschiedener Peptid 11-Abkömmlinge auf die Actinpolymerisation
A, Actinpolymerisation (2 µM G-Actin) ohne Peptide (Kurve 1) oder in Gegenwart von 80 µM der verkürzten Peptide 11DeltaN3 (Kurve 2), 11DeltaC6 (Kurve 3), 11DeltaN2 (Kurve 4), 11DeltaN9 (Kurve 5), 11DeltaC4 (Kurve 6), 11DeltaN6 (Kurve 7) und 11DeltaN1 (Kurve 8). B, Actinpolymerisation (2 µM G-Actin) ohne Peptide (Kurve 2) oder in Gegenwart von 40 µM der zu Peptid 11 homologen Peptide des alphaB-Crystallins (11alphaB, Kurve 1), des menschlichen HSP25 (11Hu, Kurve 3), des HSP25 des Huhns (11Ch, Kurve 5) und des Zufallspeptids (11rm, Kurve 4) sowie in Gegenwart von 80 µM des Huhn-Peptids (11Ch, Kurve 6). C, Actinpolymerisation (2 µM G-Actin) ohne Peptide (Kurve 1) oder in Gegenwart von 20 µM der verlängerten Peptide 11Hu+N16P (Kurve 2), 11Hu+N16 (Kurve 3), 11alphaB+N15P (Kurve 4) 11+N16P (Kurve 5), 11+N16 (Kurve 6) und 11alphaB+N15 (Kurve 7). Die Kurven sind Repräsentanten aus 3 bis 5 unabhängigen Versuchen.
Abb. 3.13: Vergleich der Sequenzen von Maus-, Mensch- und Huhn-HSP25 sowie von Maus-alphaB-Crystallin.
Alle Sequenzen stammen aus der SWISSPROT Datenbank. Sie wurden mit dem Programm MSA (Lipman et al., 1989) aligniert und von Hand nachgebessert. In der Consensus-Reihe sind die Reste, die in allen vier Sequenzen identisch sind, mit Großbuchstaben und die Reste, die in drei von vier Sequenzen identisch sind, mit Kleinbuchstaben vertreten. Die geschlossenen Pfeile deuten auf die Phosphorylierungsstellen des murinen HSP25 und der offene Pfeil auf die zusätzliche Phosphorylierungsstelle beim menschlichen HSP25. Die Peptid 6 und 11 umfassenden und getesteten Sequenzen sind durch Fettdruck hervorgehoben. Das Doppelkreuz kennzeichnet den Beginn der konservierten alpha-Crystallin-Domäne (de Jong et al., 1993; Caspers et al., 1995) und die Sterne die hoch konservierten Regionen nach Singh et al. (1995). Die Quellen der Sequenzen sind: Mus musculus-HSP25 (Gaestel et al., 1989) korrigiert von Gaestel et al. (1993), Homo sapiens-HSP25 (Hickey et al., 1986) korrigiert von Carper et al. (1990), Gallus gallus-HSP25 (Miron et al., 1991) und Mus musculus-alphaB-Crystallin (Datenbanknummer P23927).
Abb. 3.14: Konzentrationsverteilungskurven von Actin und Peptid 11
Radiale Konzentrationsverteilungen von Actin und Peptid 11 bei einem 5-fachen molaren Überschuß an Peptid unter Sedimentations-Gleichgewichts-Bedingungen, aufgezeichnet bei 280 nm (), 285 nm () und 290 nm (). Die partiellen Konzentrationen des Actin/Peptid-Komplexes (Kurve 1), der freien Actins (Kurve 2) und des freien Peptids (Kurve 3 ) für die bei 280 nm aufgezeichnete Konzentrationsverteilung wurden wie in Kapitel 2.8 beschrieben ermittelt.
Abb. 3.15: Nachweis von HSP25 nach der Inkubation auf der Actin-Membran
Die Nummern entsprechen den Peptiden der Actin-Bibliothek (siehe Tab. 7.3 im Anhang).
Abb. 3.16: Nachweis von HSP25 in Gewebeproben von normotonen (WKY) und spontan hypertensiven Ratten (SHRSP)
Western-Blots der getesteten Gewebe. N = normoton (WKY-Tier), H = hyperton (SHRSP-Tier).
Abb. 3.17: Nachweis von HSP25 und HSP70 in Gewebeproben von normotonen (WKY) und spontan hypertensiven Ratten (SHRSP)
Western-Blots der Gewebeproben. In der jeweils unteren Reihe ist der HSP25-Nachweis und in der oberen Reihe der HSP70-Nachweis gezeigt. Die fünf Standards weisen einen HSP25-Gehalt von 7,8 ng bis 19,6 ng im EAT-Zell-Lysat auf. Der Absolutgehalt an HSP70 wurde nicht bestimmt.
Abb. 3.18: Nachweis von HSP25 in linken (l.) und rechten (r.) Ventrikeln von Goldblatt-operierten (2K1C) und scheinoperierten Sprague-Dawley-Ratten (SD) nach verschiedenen Zeiten
Western-Blots der Gewebeproben. Die drei Standards weisen einen HSP25-Gehalt von 9,8 ng bis 31,3 ng im EAT-Zell-Lysat auf. Der Absolutgehalt an HSP70 wurde nicht bestimmt.
Abb. 3.19: Nachweis von HSP25 und HSP70 in Gewebeproben von Goldblatt-operierten (2K1C) und scheinoperierten Sprague-Dawley-Ratten (SD)
Western-Blots der Gewebeproben 4 Wochen nach der Operation. In der jeweils unteren Reihe ist der HSP25-Nachweis und in der oberen Reihe der HSP70-Nachweis gezeigt. Die 5 Standards weisen einen HSP25-Gehalt von 7,8 ng bis 19,6 ng im EAT-Zell-Lysat auf. Der Absolutgehalt an HSP70 wurde nicht bestimmt.
Abb. 3.20: Nachweis von HSP25 und HSP70 in Ventrikeln von TGR(mREN2)27- und Sprague-Dawley-Ratten (SD)
Western-Blots der Gewebeproben. In der jeweils unteren Reihe ist der HSP25-Nachweis und in der oberen Reihe der HSP70-Nachweis gezeigt. Die 5 Standards weisen einen HSP25-Gehalt von 7,8 ng bis 19,6 ng im EAT-Zell-Lysat auf. Der Absolutgehalt an HSP70 wurde nicht bestimmt. Jeweils zusammengehörende Präparate einer Ventrikelprobe zur Doppelbestimmung der HSP25-Menge sind durch einen Balken gekennzeichnet.
Abb. 4.1: Struktur von monomerem Actin
Darstellung der Kontaktstellen des Actin-Monomers nach Kabsch et al. (1990) mit anderen Monomeren im Actinfilament (modifiziert auf der Grundlage einer Zeichnung von dos Remedios und Moens, 1995). Die schwarzen Bänder repräsentieren die Kontaktstellen und die weißen Zahlen darin deuten die Aminosäuren an, die den Anfangs- und Endpunkt der Kontakte bilden. Die durchgezogene Linie kennzeichnet die Trennung der sogenannten `großen´ (links) von der `kleinen´ (rechts) Untereinheit. Die gestrichelten Linien markieren die Aufteilung dieser Untereinheiten in die vier Domänen. Die Pfeile deuten auf die Bereiche des Actin-Moleküls, die nach den Ergebnissen des Peptid-Epitop-Scannings als Interaktionsbereiche mit HSP25 in Frage kommen.
Abb. 4.2: Modell der Struktur-Funktionsbeziehungen von HSP25
Erläuterungen siehe Text.

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