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1 Einleitung und Problemstellung

Tierexperimente werden im allgemeinen in der biologisch-medizinischen Grundlagen-forschung sowie zur Prüfung und Charakterisierung der Verträglichkeit und Unbedenklichkeit vieler Substanzen eingesetzt. Ein großer Teil dieser Untersuchungen wird im Rahmen der Entwicklung und Prüfung von Arzneimitteln nach §2 des Arzneimittelgesetzes durchgeführt.

In den letzten Jahren werden zunehmend Ersatz- bzw. Ergänzungsmethoden zu Tierversuchen entwickelt und erfolgreich eingesetzt [z.B. 32, 88]. Dabei handelt es sich um in vitro-Testsysteme, die einfache oder komplexe physiologische und biochemische bzw. patho-physiologische und pathobiochemische Prozesse bzw. Reaktionen des Gesamtorganismus repräsentieren. Mit ihnen können üblicherweise, wenn sie in der Pharmaforschung angewendet werden, Aspekte der Wirkung, Nebenwirkung und Toxizität von Wirkstoffen aufgeklärt werden. Darüber hinaus ergeben sich aber auch Möglichkeiten, spezielle Fragen, wie Mechanismus und Lokalisierung von Wirkung und Disposition von Arzneistoffen zu bearbeiten. Ein großes Potential von in vitro-Systemen ist auch in der Produktion und Gewinnung von Wirkstoffen bzw. Diagnostika zu finden.

Die einzelnen Modelle und Testsysteme gewinnen angesichts der Tierversuchsproblematik zunehmend an Bedeutung. Eine allgemeine Zielstellung besteht dabei in einer Einschränkung der Zahl der Versuchstiere oder im Verzicht auf ihren Einsatz. Die entsprechenden Ergebnisse aus den in vitro-Untersuchungen sollten jedoch prinzipiell keinen anderen Aussagewert haben als jene aus Studien am Ganztier.

Als grundsätzliches Konzept zur Verminderung von Tierversuchen und als Leitidee von Ersatz- und Ergänzungsmethoden wurde von Russel und Burch [55] das 3R-Prinzip „replace, reduce and refine“ eingeführt. Dieses Prinzip sieht vor, daß entweder die Tierversuche durch in vitro-Methoden ersetzt werden (®replace) oder die Tierversuche durch sorgfältige Validierung, Informationsgewinn und -austausch sowie interdisziplinäre Zusammenarbeit vermindert werden (®reduce). Eine qualifizierte Haltung der Versuchstiere, die Gesundheitsvorsorge sowie das Vermeiden von unnötigen Qualen, z.B. durch Narkose, soll die Versuchstiere entlasten (®refine).

Neben der Versuchstierproblematik ergibt sich die Notwendigkeit der Entwicklung von in vitro-Methoden aus einer Erhöhung des Erkenntnisgewinnes. Viele Untersuchungen, die im Zusammenhang mit der Arzneistoffentwicklung stattfinden, sind am Ganztier nicht möglich oder führen zu fehlerhaften Aussagen.

Die Vielfalt und die unterschiedliche Komplexität der in vitro-Modelle ergeben sich aus den Formen der biologischen Organisationsstufen. Prinzipiell reichen die Systeme vom isolierten Enzym bis hin zum isolierten Organ bzw. Organsystem. Dabei kann der Grad der Einschränkung [Seite 2↓] von Tierversuchen sehr unterschiedlich sein. Das gilt auch für die Möglichkeiten der Versuchsansätze und dem entsprechenden Ergebnisgewinn. Die Etablierung und Weiterentwicklung der entsprechenden Methoden in dieser Hinsicht hängt stark vom Erkenntnisstand der Biologie, Biochemie und Pharmakologie, insbesondere aber der zell- und molekularbiologischen bzw. gentechnologischen Disziplinen ab.

Ein sinnvolles Zusammenwirken unterschiedlicher Testsysteme, die einen unterschiedlichen Komplexizitätsgrad haben, kommt in vivo-Verhältnissen näher und kann die Aussagekraft erhöhen. Trotz des relativ hohen Entwicklungsstandes der einzelnen Ersatz- und Ergänzungs-methoden steht ihrer Vorteilhaftigkeit eine Reihe von Nachteilen gegenüber (siehe Tabelle 1-1).

Tabelle 1-1: Vor- und Nachteile von in-vitro-Testsystemen in der Toxikologie [100]

Vorteile von in-vitro-Testsystemen

Nachteile von in-vitro-Testsystemen

• Ausschaltung systemischer Einflüsse
• einfache Validierung der Versuchsbedingungen
• Prüfungen an unterschiedlichen Testsystemen pro Dosis möglich
• zeitabhängige wiederholte oder gleichzeitig mehrfache Probenentnahme möglich
• geringe Mengen an Testchemikalien erforderlich
• humane Zellen und Gewebe können getestet werden
• geringes Anfallen von Testrückständen
• Reduzierung der Tierversuchszahlen

• kein Erfassen von
  - systemischen Einflüssen
  - komplexen toxischen Wirkungen, z.B.
  - Kanzerogenität chronischen Effekten
  - Heilungsprozessen
  - pharmakokinetischen Aspekten
• unzureichende Erfassung von organspezifischen Aspekten
• keine behördliche Akzeptanz der sicherheitstoxikologischen Bewertung von Arzneimitteln
• keine internationale behördliche Akzeptanz der toxikologischen Einstufung und Kennzeichnung chemischer Stoffe und Zubereitungen

Die Vorzüge von beispielsweise molekularen und zellulären Testmethoden können gleichzeitig begrenzende Bedingungen sein. So hat ein membrangebundenes Enzym andere Eigen-schaften als das gleiche Enzym nach Isolation und Reinigung in löslicher Form. Eine Zelle im Gewebeverband eines Organs wird auf einen Fremdstoff anders reagieren als die gleiche Zelle in isolierter Form in Kultur. Die Einschaltung übergeordneter humoraler und nervaler Steuermechanismen, das Vorliegen höherer Integrationsstufen bestimmter Leistungen der Zelle, [Seite 3↓]beeinflußt sowohl den Effekt des Wirkstoffes als auch mögliche Reaktionen der Zelle auf den Fremdstoff. Dementsprechend können zelluläre oder subzelluläre Systeme oft nur Teilfunktion von Organen zeigen und damit begrenzende Aufschlüsse über die Art und den Grad des in vivo zu erwartenden Effektes geben.

Im Rahmen der Entwicklung neuer Arzneistoffe nehmen die Untersuchungen zur Biotrans-formation einen besonderen Stellenwert ein. Sie sind entsprechend dem Arzneimittelgesetz vorgeschrieben. Der Fremdstoffmetabolismus als komplexer Prozeß aller biochemischen Verän-derungen an Wirkstoffen führt zu vielfältigen Konsequenzen für die verabreichte Substanz. Die Charakterisierung der Verstoffwechselung ist deshalb so wichtig, weil aus den entsprechenden Ergebnissen sowohl Aussagen zur Erklärung der Pharmakokinetik als auch zum Mechanismus von Nebenwirkungen und Toxizität abgeleitet werden können. Darüber hinaus können die Strukturen isolierter und identifizierter Metaboliten einen Ausgangspunkt für die Entwicklung neuer Wirkstoffe mit höherer Wirksamkeit oder anderer Wirkqualität darstellen.

Der Einsatz von in vitro-Methoden zu Untersuchungen der Biotransformation neuer Wirkstoffe wird zunehmend von vielen Institutionen aufgenommen. Im allgemeinen handelt es sich bei den Testsystemen um für den Fremdstoffmetabolismus relevante isolierte perfundierte Organe, isolierte und kultivierte Zellen dieser Organe, subzelluläre Strukturen und isolierte Enzyme.

Den größten Teil unter den in vitro-Methoden nehmen die Zellkulturen ein. Da die Leber den Großteil des Metabolismus von Fremdstoffen im Organismus übernimmt, werden für die Unter-suchungen vor allem Primärkulturen von Hepatozyten verwendet, wenn komplexe fremdstoff-metabolische enzymatische Aktivitäten genutzt werden sollen. Die Leberparenchymzellen als hoch spezialisierte Zellen verlieren allerdings nach Isolation und Kultivierung viele organspezifi-sche Eigenschaften und entdifferenzieren nach einer bestimmten Kultivierungsdauer mit der Konsequenz, daß die entsprechenden enzymatischen Aktivitäten abnehmen oder sogar ver-loren gehen [7]. Dabei hängen diese Veränderungen entscheidend von folgenden Faktoren ab:

Die allgemein üblichen Kultivierungstechniken, wie Suspensions- und Monolayerkulturen, erfüllen diese Anforderungen nicht oder nur unzureichend. Daher sind einige Manipulationen vorgenommen worden, die Aktivitäten zellspezifischer Leistungen über einen längeren Zeitraum [Seite 4↓] zu erhalten. Dazu gehören u.a.:

Beim Arbeiten mit Hepatozytenkulturen ist die Wahl der verwendeten Tierspezies eine wichtige Frage. Sie wird von der Finanzierbarkeit, Praktikabilität und Übertragbarkeit auf den Menschen bestimmt. Rattenhepatozyten bieten den Vorteil der guten Vergleichbarkeit, da sehr viele Daten zum Fremdstoffmetabolismus mit diesem System vorliegen. Das gilt auch für in vivo-Daten, da die Ratte üblicherweise in der präklinischen Phase der Arzneistoffentwicklung, insbesondere bei Untersuchungen zur Biotransformation und zur Toxizität, herangezogen wird. Außerdem ergeben sich vergleichbare Voraussetzungen hinsichtlich der genetischen Ausstattung, da die Laborratte in der Regel aus Inzuchtstämmen stammt.

Ein besonderes Problem ist die Übertragbarkeit der Ergebnisse auf den Menschen. Dies kann umgangen werden, indem humane Zellen verwendet werden. Humanes Lebergewebe, z.B. aus Biopsiematerial, für entsprechende Primärkulturen zu erhalten, ist derzeit aus unterschiedlichen Gründen sehr schwierig und teuer. Daher kommen zunehmend humane Leberzellinien zum Einsatz. Da diese Zellen genetisch identisch sind und aufwendige die Zellmorphologie bzw. -aktivität einschränkende Isolierung und Reinigung wegfallen, werden gut reproduzierbare Ergebnisse erreicht. Etablierte Zellinien, die bei Zellbanken zu erhalten sind, lassen sich wesentlich einfacher handhaben als primäre Zellkulturen. Sie können zusätzlich durch gentech-nologische Methoden mit spezifischen Zelleistungen, wie z.B. Cytochrom P450-Isoenzyme oder auch mit deren Gendefekten, ausgestattet werden.

Die Arbeit mit permanenten Zellinien hat den Vorteil, daß diese eine sehr hohe Lebensdauer haben und über Jahre hinweg durch Passagieren vermehrt werden können. Im Gegensatz zu nicht proliferierenden Zellen, wie den Hepatozyten, erfolgt keine Begrenzung des nutzbaren Materials. Weiterhin ist man von Versuchstieren wegen des Wegfallens der Präparation unabhängig.


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Zellinien haben aber auch Nachteile. Bei der Immortalisierung der Zellen ist zu bedenken, daß Entdifferenzierungsprozesse stattfinden können und somit einige zellspezifische Funktionen verloren gehen können. Transformierte kontinuierliche Zellen sind in der Regel genetisch instabiler als Zellinien mit begrenzter Lebensdauer. Ferner ist die spontane Mutationsrate - wahrscheinlich als Folge der hohen Proliferation [34] - höher. Entstandene Mutantenzellen werden nicht eliminiert, sondern weiter kultiviert. Sofern sie eine höhere Proliferationsrate haben, bestimmen sie nach einigen Passagen die Zellkultur.

Der mögliche Einsatz von Zellkulturen in der präklinischen Phase der Arzneimittelentwicklung ist in Abbildung 1-1 dargestellt:

Abbildung 1-1: Möglicher Einsatz von Zellkulturen für Biotransformationsuntersuchungen in der präklinischen Phase der Arzneimittelentwicklung

Für die erfolgreiche Untersuchung zur Biotransformation und der Toxizität in der präklinischen Phase der Arzneimittelentwicklung ist es auf Grund der beschriebenen Probleme entscheidend, die Variabilität der Zellkulturen hinsichtlich der Zellart und des Kultivierungsverfahrens richtig [Seite 6↓] auszunutzen und damit den optimalen Einsatz mit maximalem Erkenntnisgewinn und geringstem Sicherheitsrisiko zu bestimmen (siehe Abbildung 1-1).

Die vorliegende Arbeit soll einen Beitrag zur oben beschriebenen Problematik leisten und hat die Aufgabe, den Erkenntnisstand über in vitro-Testsysteme für Biotransformations-untersuchungen zu erweitern. Die Zielstellung ist dabei, die humane Hepatomzellinie Hep G2 hinsichtlich ihrer Eignung für diese Fragestellung zu charakterisieren. Neben den Studien zum Fremdstoffmetabolismus sind Testungen zur Proliferation und Zytotoxizität vorgenommen worden. Im einzelnen ergeben sich folgende Schwerpunkte:

Insgesamt werden aus der Arbeit Aussagen abgeleitet, inwieweit Hep G2-Zellkulturen als Ersatz- und Ergänzungsmethode zu Hepatozytenkulturen oder sogar zu Tierversuchen einsetzbar sind.


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10.09.2004