Bacillus subtilis wird der Abteilung Bacteria, Klasse Schizomycetes, Ordnung Eubacteriales, Familie Bacillaceae, Gattung Bacillus zugeordnet (MÜLLER 1965, JACOB et al. 1981).

Zunächst wurde Bacillus subtilis von EHRENBERG (1835) und einige Jahre danach von COHN (1872) beschrieben. Das Bakterium ist bewegungsfähig, peritrich begeißelt, aerob und besitzt eine stäbchenfِörmige Gestalt (SCHLEGEL 1992). Die Stäbchen besitzen eine Breite von 0,7-0,8 m und eine Länge von 2-3 m (HALLMANN und BURKHARDT 1974, PARRY et al. 1986).

Auf Nährmedium bildet B. subtilis weiße, gefaltete oder glatte Kolonien und sporuliert am besten auf Boden-Extrakt-Agar nach 3d bei 28 °C. Zur Sporulation und Antibiotikabildung sind aerobe Bedingungen notwendig (LOEFFLER et al. 1990).

Bacillus subtilis ist ein grampositives Bakterium, dessen natürliches Habitat der Boden ist. Es gibt sowohl saprophytisch lebende wie auch pathogene B. subtilis-Isolate (MÜLLER 1980, AHMED 1999). Im Boden ist B. subtilis verschiedensten, häufig wachstumsinhibierenden Einflüssen wie zum Beispiel Hitze, Kälte und Trockenheit ausgesetzt, so dass davon ausgegangen werden kann, dass sich B. subtilis im Boden den größten Teil der Zeit in einem nicht wachsenden Zustand befindet (KNOTT et al. 1995).

Besonders bekannt ist B. subtilis durch die intensive Untersuchung der Sporulation, da sie ein einfaches Modell der Zelldifferenzierung darstellt. Die Sporen sind widerstandsfähig gegen Hitze und Trockenheit (SINGLAIR 1989, FRITSCHE 1990, HENTSCHEL 1997), chemische Mittel und andere letale Einflussfaktoren wie z.B. die UV-Strahlung (BYLISS et al. 1981, SCHRÖDER 1991, SCHLEGEL 1992). Diese Fähigkeit zu Bildung solcher Endosporen stellt sicher eine der speziellen Adaptionsstrategien an das Leben im Boden dar, und kann zugleich eine lange Haltbarkeit unter unkomplizierten Lagerbedingungen gewährleisten (ROSSALL & MCKNICHT 1991, ROSENKRANZ 1996, KRISP 2002).

Die resistenten Sporen köِnnen durch eine Hitzebehandlung mit subletalen Temperaturen, extremen pH-Werten und reduzierenden Agenzien (FOSTER & JHONSTONE 1989) sowie Wurzelexsudaten im Rhizosphärenbereich (GANTSCHEVA 1993) aktiviert werden. Dank der leichten Sporenbildung und der komplexen phytosanitären Wirkungen lässt sich Bacillus

subtilis einfach kultivieren (BOCHOW 1990, TURNER & BACKMAN 1991).

Der pH-Wert für das Bakterium wird zwischen 4,5 und 8,6 angegeben. Das Optimum liegt bei pH 6-7,5 (THIMANN 1964). Die Untersuchungen von BROADBENT et al. (1971) wiesen nach, dass bei niedrigem pH-Wert die erwartete Wachstumsföِrderung und höِhere Wirkung von B. subtilis ausblieben. Sie begründeten das damit, dass der niedrige pH-Wert Phosphor im Boden bindet und unbrauchbar für die Pflanze und den Antagonisten macht. Außerdem ermittelten REDDY und RAHE (1989) eine höِhere Populationsdichte von B. subtilis in der Rhizosphäre von Zwiebelkeimlingen bei einem pH-Wert von 6,5 in Vergleich zu einem geringeren pH-Wert von 4,5.

Das aktive Bakterium verträgt einen Temperaturbereich von 5 bis 55 °C (SINGLAIR 1989), wobei das Optimum bei 25 °C liegt (GUPTA & UTKEHDE 1986). Die Aktivitäten von B. subtilis in Bezug auf die Vermehrung und Ausscheidung von Antibiotika und anderen Stoffwechselprodukten und damit auf die phytosanitäre Wirkung sind insgesamt von der Temperatur beeinflusst (JAMAL 1993).

Die große Bedeutung der Temperatur zeigt sich auch bei praktischen Einsatzversuchen in einem verringerten Wachstum der Antagonisten bei niedrigen Temperaturen im Vergleich zu hِöheren sowie einer damit verbundenen Verminderung der Produktion antibiotisch wirkender Substanzen (SCHMIEDEKNECHT 1990). Weiterhin ist das Bakterium auch mindestens zwei Jahre (ungekühlt) lagerstabil (JUNGE et al. 2001).

Hervorzuheben ist auch bei B. subtilis seine problemlose Mischbarkeit mit allen Düngern und den meisten Pflanzenschutzmitteln, die zur Stabilisierung bzw. Erhöِhung seiner Wirksamkeit führen kann (FZB 2002). Einen synergistischen Effekt durch Kombination von B. subtilis mit dem Fungizid Anchor^® (Carbathiin + Thiram) gegen Rhizoctonia solani an Erbsen erreichten HWANG & CHAKRAVARTY (1992). Von viel versprechenden Ergebnissen durch gemeinsame Applikation von B. subtilis mit Zineb berichteten OBIEGLO et al. (1990).

Weitere Wirkungen durch Kombination des Nutzbakteriums mit den fungiziden Wirkstoffen Captan, Vinclozolin, Iprodion, Metiram und Prochloraz in stark reduzierten Aufwandmengen beobachtete JAMAL (1993). Voraussetzung für den Erfolg solcher Kombinationen ist in diesem Fall die Verträglichkeit des Nutzbakteriums mit der eingesetzten Wirkstoff-konzentration des Pflanzenschutzmittels (ZIMMER 2003).

HOSOI et al. (1999, 2000) wiesen auf eine Beziehung hin zwischen Bacillus subtilis, dessen potentiellen Nutzen als Probiotic und Lactobacillus. So konnten Wachstum und Überlebens-fähigkeit von Lactobacillus reuteri und Lactobacillus acidophilus in Anwesenheit von Bacillus subtilis (Natto) in vitro gefördert werden. Auslöser dieser Wachstumsförderung war möglicherweise die Bildung von Substanzen wie Subtilisin, Catalase durch B. subtilis (Natto).

Die Nutzung der multivalenten Vertreter von B. subtilis in der Rhizosphäre besteht einmal in der Erhöِhung der Verfügbarkeit von Nährstoffen für die Pflanzen und zum anderen in der Unterdrückung von parasitären und nichtparasitären Pathogenen (SCHIPPERS et al. 1987). Die Aktivität dieser Bakterien steht mit ihren Fähigkeiten zum Kolonisieren, Überleben und zur Produktion aktiver Metabolite während des Wachstums der Pflanzenwurzeln in Verbindung (ALSTRÖM 1987).

Bacillus subtilis besiedelt nach Anwendung als Beizmittel oder nach Angießen die Wurzel-oberfläche, vermehrt sich dort und wächst mit den neuen Wurzeln mit. Die Art und Weise, wie B. subtilis das Pflanzenwachstum positiv beeinflussen kann, ist kompliziert und umfasst unterschiedliche Wirkmechanismen (KILIAN et al. 2000). Für eine direkte Wirkung von B. subtilis werden verschiedene Mechanismen angenommen (siehe Abb. 2).

Abb. 2: Wirkmechanismen von Bacillus subtilis (KILIAN et al. 2000).

Praktische Erfahrungen zeigen, dass B. subtilis-Stämme eine beträchtliche Auswirkung auf Pflanzenwachstum, -entwicklung und -produktivität haben. Diese Leistungsfähigkeit, das Wachstum und den Ertrag zu föِrdern, ist stets mit der phytosanitären Wirksamkeit der Bakterien verbunden (STEINER 1990, KREBS et al. 1998, GROSCH et al. 1999).

Bereits konnten nach der Applikation von B. subtilis in den Rhizosphärenbereichen verschiedenster Pflanzengattungen wie Mais (Zea mays) (FEY 1996), Winterweizen (Triticum vulgaris) (ZASPEL 1992), Sonnenblumen (Helianthus annuus) (SCHMIEDEKNECHT 1996), Baumwolle (Gussybium sp.) (BRANNEN & BACKMAN 1994), Cyclamen (JACOB 1992) und Erbse (Pisum sativum) (GANTCHEVA 1993) wachstumsföِrdernde Effekte beschrieben werden.

ZHANG et al. (1995) stellten nach einer Saatgutbehandlung von Rapssamen (Brassica napus) mit B. subtilis eine signifikante Erhöِhung der Wurzellängen und derBlütenanzahlen fest. Bekannt sind ferner bei vielen Kulturpflanzen, besonders im Jugendstadium, wachstumsfördernde Wirkungen nach Behandlung mit B. subtilis (BOCHOW 1992).

Auch im Zierpflanzenbau führten B. subtilis-Anwendungen zu Ertragssteigerung und zur Qualitätserhöِhung, z. B. in der Schnittcyclamenproduktion (JACOB 1992), bei der Bewurze-lung von Edelnelkenstecklingen (Dianthus annuus) (OBIEGLO 1992, JACOB et al. 1992), Pelargonium zonale-Stecklingen (JACOB & HAMDAN 1992) und Ziergehöِlzstecklingen (JACOB et al. 1991, GLÜCK 1993).

BROADBENT et al. (1977) stellten bei einer breiten Palette von Zierpflanzensamen (Portulaca sp., Delphinium sp., Celosia sp. u.a.) höِhere Auflaufraten sowie ein verbessertes Sämlingswachstum fest. REDDY und RAHE (1989) erzielten eine erhöِhte Wurzel- und Sprosstrockenmasse bei Zwiebelpflanzen durch eine Saatgutbehandlung mit Bacillus subtilis. Weiterhin dokumentierten (DOLEJ 1998, KREBS et al.1998, MARTEN et al. 2000) positive Effekte bei der Wachstumsföِrderung der Pflanzen durch das Kolonisieren von Bacillus und Paenibacillus-Stämmen im Wurzelbereich.

Trotz des Befalles mit Pathogenen sprachen MANJULA und PODILE (2001) über ein verbessertes Wachstum und Biomassenentwicklung der Sämlinge von Erdnuss (Arachis hypogaea) und Erbse (Pisum sativum) nach der Behandlung mit Bacillus subtilis AF 1-Formulate. Dabei konnte induzierte Resistenz gegen Fusarium udum bei Erbse und Aspergillus niger bei Erdnuss festgestellt werden.

In den Jahren 2000 und 2001 wurden in der Türkei Versuche durchgeführt, um die Wirkung von Blattapplikation des B. subtilis-Stammes OSU-142 auf den Ertrag, das Wachstum und die Ausprägung der Schrotschusskrankheit bei Aprikosen (Prunus armeniaca) zu untersuchen. Aprikosen der Sorte „Hacihaliloglu“ wurden während der Vollblüte und 30 bzw. 60 Tage danach besprüht. Dabei zeigten sich signifikante Unterschiede hinsichtlich Ertrag, Triebentwicklung, und Reduktion der Schrotschuss-Symptome. Der durchschnittliche Ertragzuwachs lag bei 30 bzw. 90 % gegenüber der Kontrolle. Die verminderte Häufigkeit und Schwere der Krankheitsausprägung betrug 52 bzw. 71 % im Jahr 2000, 15 bzw. 41 % in 2001. Auch die Werte für Durchmesser und Länge der Triebe waren bei mit OSU-142 behandelten Bäumen signifikant höher. Die Ergebnisse dieser Untersuchung zeigten einen deutlichen Zuwachs hinsichtlich Qualität und Quantität der erzeugten Aprikosen durch die Anwendung von OSU-142 zum Zeitpunkt der Vollblüte (ESITKEN et al. 2002).

In den USA stellten MURPHY et al. (2003) durch Kombinationseffekte von GB03 (Bacillus subtilis) mit einem der PGPR-Stämme: SE 34 (B. pumilus) IN 937a (B. amyloliquefacienc), IN937b (B. subtilis), INR7 (B. pumilus), oder T4 (B. pumilus) auf das Wachstum der Tomatenpflanzen (CMV-inokuliert) signifikante Wachstumsförderung fest bezüglich von Pflanzenhöhe, Frischgewicht sowie Anzahl der Blüten und Früchte im Vergleich zur Kontrolle, die nur mit Gurkenmosaik-Virus infiziert war. Anschließend wurde eine induzierte Resistenz gegen CMV erzielt.

Das Bakterium hatte einen nachweisbaren Einfluss auf die Adventivwurzelbildung. Sowohl B. subtilis als auch Wuchsstoffe föِrderten in Baumschulversuchen die Bewurzelungsqualität der Prunusstecklinge (Wurzelfrischmasse, Wurzelanzahl) und zugleich war bei einigen Gehölzen mit besonders empfindlichem Laub in der Stecklingsvermehrung (Hamamelis, Tilia) eine verbesserte Haltefähigkeit der Blätter am Steckling zu beobachten (PLIETZSCH et al. 1994). Des weiteren wurden auch positive Effekte einer allein- und kombinierten Inokulation von Bacillus polymyxa-Isolaten L6-16R, Pw-2R, und S20-R mit Mykorrhizapilzen (Wilcoxina sp.) bei Koniferen-Stecklingen (Pinus contorta) erzielt (SHISHIDO et al. 1996). Alle 3 Bacillus-Stämme förderten das Pflanzenwachstum signifikant. Die Wachstumsstimulation war bis über 18 % bezüglich Wurzelfrischmasse gegenüber der unbehandelten Kontrolle zu verzeichnen.

Zudem wurde Bacillus subtilis in Forstbaumschulen zur Verbesserung der Vitalität und Vegetationsleistung bei Eichensämlingen (Quercus petraea) eingesetzt. Wurzelhals-durchmesser und Trieblänge der behandelten Pflanzen lagen geringfügig über denen der unbehandelten. Die Gesamtpflanzenmasse der behandelten Pflanzen war im Durchschnitt der Masse der unbehandelten weit überlegen (LEHMANN 2000)

Positive Effekte durch B. subtilis-Einsatz im Rasen liegen vor (LUNG 2000). Bereits in einem Großflächenversuch 1998 auf dem Golfplatz Niederreutin konnten nur kurze Zeit nach der Aussaat infolge einer Behandlung mit B. subtilis erste Unterschiede festgestellt werden. Dabei lag der Deckungsgrad der behandelten Parzellen nach sechs Wochen bei 100 %. Die Kontrolle schwankte von 50 bis 70 %. Ein Jahr nach der Aussaat war auch die Durchwurzelungstiefe in den behandelten Flächen bis zu 30 % besser.

Ein weiterer Praxisversuch wurde im Jahr 1999 an der ICE-Trasse Frankfurt-Köِln in Form einer Böِschungsbegrünung mit Rasen im Nassanspritzverfahren durchgeführt. Währendessen wurde unter ungünstigen Bedingungen, wie fehlender künstlicher Beregnung im Vergleich zur Kontrolle, eine schnellere Bestandsentwicklung in den behandelten Flächen, bedingt durch eine schnellere Keimung und wahrscheinlich durch eine erhöِhte Trockenresistenz wahrgenommen.

Unter Pathogenabwesenheit beobachtete KOCH (2001) das Ereignis der Wachstumsstimula-tion in Begleitung mit der wachstumsinhibierenden Wirkung mancher Rihzobakterien und Trichoderma spp. bei der Erbse (Pisum sativum), Gurken (Cucumis sativus) und Brokkoli (Brassica sp.).

In vitro fanden SCHMIEDEKNECHT et al. (2001), dass die antagonistische Wirkung von B. subtilis gegen pflanzenpathogene Pilze wie Fusarium oxysporum bei Mais und Seclerotinia sclerotiorum bei Sonnenblumen je nach Kulturbedingung variiert, z. B. hinsichtlich der Zusammensetzung, Temperatur und pH-Wert. Zuwenig Eisen-Verfügbarkeit im Nährmedium führte zu einer gesteigerten Konkurrenz zwischen Mikroorganismen und brachte gleichzeitig mehr Aktivität gegen Pilze, während sich Wachstums- und Sporulationrate von B. subtilis bei Anwesenheit vom Stickstoff veränderten. Besser war es aber, wenn das Bakterium im Landymedium mit Nitrat-Stickstoff inkubiert wurde als in der Ammonium-Stickstoff Brühe. In dieser Studie wurde angenommen, dass B. subtilis Substanzen produziert, die für mehr Ertrag und besseres Wachstum von Mais und Sonnenblumen verantwortlich sind. Jedoch blieb die Aktivitätsleistung und die Befallsreduktion bei Mais und Sonnenblumen in vitro nicht stets mit denen im Gewächshaus und in Feldversuchen verbunden. Hinnehmbar ist aber nur der Fall der Bekämpfung von Seclerotinia sclerotiorum bei Sonnenblumen in Feldversuchen.

BAI et al. (2002) konnten wachstumsfördernde Rhizobakterien außer den endosymbiosen Bradyrhizobium-Stämmen aus pflanzlichen Wurzelgeweben (oberflächensteril) von Soyabohnen (Glycine max (L) MerT.) isolieren. Die Isolate wurden als nicht-Bradyrhizobium endophytische Bakterien NEB benannt und waren als NEB4, NEB5 und NEB17 bezeichnet worden. Es wurde herausgefunden, dass die Applikation von NEB zur Gewichtssteigerung von Soyabohnen unter stickstofffreien Bedingungen führte, wenn die Pflanzen mit einem der genannten Stämme und Bradyrhizobium japonicum inokuliert waren gegenüber der Behandlung mit B. japonicum allein. Die Behandlungen mit den NEB ohne Bradyrhizobium japonicum zeigten jedoch keine Auswirkungen auf das Pflanzenwachstum. Durch Nachweisverfahren wurde festgestellt, dass die Stämme zum Genotyp Bacillus gehörten, aber Ergebnisse einer phylogenetischen Analyse belegten, dass die Stämme NEB4, NEB5 B. subtilis- Isolate waren, während der NEB17-Stamm dem B. thuringiensis angehörte.

Als Ursache für die Wachstumsföِrderung nach der B. subtilis-Applikation wird angenommen, dass B. subtilis Phytohormone bzw. deren Präkursoren, Phytohormonderivate und andere aktive Substanzen: Stoffwechselprodukte wie Proteine und Proteinkomplexe, die bei der Pflanze eine hormonähnliche Wirkung verursachen, bilden (FRANKENBERGER & ARSHAD 1995, DOLEJ 1998, BOCHOW und DOLEJ 1999).

Darüber hinaus zeigten Bacillus subtilis-Behandlungen bei Stecklingen von Nelken und Ziergehölzen wie Prunus tomentosa und Prunus kurilensis (GLÜCK 1993) eindeutige Effekte bei der Bewurzelungsverbesserung, die Phytohormon-Behandlungen gleichzusetzen sind (OBIEGLO 1992).

In Kulturen von B. subtilis wurden gibberellin-ähnliche Substanzen (KATZNELSON u. COLE 1965), Gibberelline (BROADBENT et al. 1977) Zeatin, Absizine und Giberelline (TANG 1994) und Cytokinine (STEINER 1990, ZASPEL 1992), auxin-ähnliche Bioeffekte (IDRIS 2002, ALYMAYEHU 1997) und IAA- Präkursoren (DOLEJ 1998, SEMBDNER et al. 1998, STEENHOUDT und VANDERLYDEN 2000) im Nährmedium gefunden, die vermutlich für die Stimulierung des Pflanzenwachstums verantwortlich sind. Es wurden auch Spuren von Ethylen in den Wurzelzellen angenommen (LI et al. 2000).

Es kann festgestellt werden, dass die Stimulation des Wachstums von Pflanzen durch die pflanzenwachstumsfِördernden Rhizosphärenbakterien "PGPR" auf die Produktion von pflanzenhormonähnlichen Metaboliten und die Erschließung von Nährstِoffen (Kohlenstoff, Stickstoff, Phosphor, B-Vitamine und Aminosäuren) unter Mitwirkung von diazotrophischen und phosphatmobil-Bakterien in pflanzenverfügbarer Form aus dem Boden zurückzuführen ist (ROZYCKI et al. 1999, NAUTILYAL et al. 2000).

RYU et al. (2003) demonstrierten, dass manche Mikroorganismen "PGPR" das Wachstum von Arabidopsis thaliana stimulieren können mit dem Hinweis, dass die Bakterien verschiedene nichtverfügbare organische Komponenten wie 2,3-Butanediol und Acetoin produzieren. Anschließend wurde der wachstumsfördernde Einfluss der Applikation von 2,3-Butanediol bestätigt.

Dank der aktiven Besiedlung der Pflanzenwurzeln mit Mikroorganismen köِnnten solche Substanzen direkt von der Pflanze aufgenommen werden und somit auch das natürliche Bodenleben und das Pflanzenwachstum verbessern (KLOEPPER et al. 1989, 1991, FROMMEL et al. 1993, FZB Biotechnik GmbH 2002).

Eine ähnliche Hypothese besagt, dass einige Bacillus subtilis / amyloliquefaciens-Stämme im Bezug auf die Phosphor-Aufschlüsselung durch extrazelluläre Phytaseaktivität in der Lage sind, das Wachstum der Maispflanzen (Zea mays) zu unterstützen (IDRIS 2002). Das wird geschehen, wenn es zu geringe Konzentrationen an Nährstoffen im Rhizosphärenbereich gibt, die normalerweise für die Pflanze nicht verfügbar sind. Man geht davon aus, dass infolge einer Inokulation mit wachstumsstimulierenden Rhizosphärenbakterien eine verbesserte Erschließung von Mikro- und Makronährstoffen (z. B. erhöِhte Stickstoffaktivität oder Phosphatmobilisierung) hergestellt wird, die zur Wachstumsförderung beitragen kann (SCHENCK 1991, JAHN 1998, RICHARDSON et al. 2001). Ebenfalls köِnnte die Umwandlung organischer Substanzen und Verbindungen im Boden durch Rhizobakterien, die für die Pflanze nicht verfügbar sind, in eine pflanzenverfügbare Form föِrdernd auf das Pflanzenwachstum wirken.

Verschiedene Antibiotika konnten durch B. subtilis produziert werden (LOEFLER et al. 1990) sowie KREBS et al. (1996, 1998).

In Boden mit hoher Feuchtigkeit und Sauerstoffmangel (günstige Bedingungen für das Wachstum von Pathogenen, schädlich für das Wurzelwachstum) wurde der Effekt der Stickstoffverfügbarkeit auf die metabolitische Aktivität von Bakterien geprüft. Dabei konnten Bacillus subtilis MB1600 und MB1205 unter anaeroben Bedingungen antagonistische Wirkungen gegen einige bodenbürtige Schaderreger wie Rhizoctonia solani, Pythium ultimum und F. oxysporum erreichen, falls genügend Stickstoff im Nährmedium anwesend war. Der Wirkmechanismus von B. subtilis ist wahrscheinlich auf die Produktion von Antibiotika (AFV), welche aber durch Nitratzugabe und -Umwandlung im Rhizosphärenbereich zu Nitrat (NO3^-) gefördert worden war (Nitrat-Respiration), zurückzuführen (KNOX et al. 2000).

EDWARDS et al. (2001) sprachen über die Produktion von Cramizidin S durch Bacillus brevis und die Aktivität gegen den Pathogen Botrytis cinerea bei chinesischem Kohl (Brassica chinensis). In vitro wurden dabei inhibierende Wirkungen nach der Introduktion von B. brevis Nagano festgestellt. Das Ergebnis war vergleichbar und identisch mit dem Einsatz von Gramizidin S.

In Japan fanden KANEDA und KAJIMURA (2002) antibiotische Wirkungen gegenüber vielen Schaderregern wie Pilzen und Bakterien aus dem mit PGPRbesiedelten Rhizosphärenbereich von Knoblauch (Allium annuum) heraus. Darunter waren Bacillus subtilis FR-2 und Bacillus polymyxa KT-8. Die Bakterien bildeten Antibiotika, nämlich Bacillopeptine A, B, C und Fusarizidin A, B, C, D. Die antimikrobielle Aktivität von Fusarizidin war jedoch stärker gegen verschiedene Pilze wie Fusarium oxysporum sowie gegen gram-positive Bakterien z. B. Staphylococcus aureus und Micrococcus luteus.

MARTIN et al. (2003) sprachen über die Produktion von Mattacin (identisch mit Polymyxin M) durch Paenibacillus kobensis M. Dieses Antibiotikum wies eine antibakterielle Wirkung gegen gram-positive und gram-negative Bakterien, darunter einige menschliche Bakterien und pflanzliche Pathogene auf, wobei das Ergebnis mit dem durch Polymyxin B (kommerzielles Antibiotikum) vergleichbar war.

Zu den Stoffwechselprodukten von B. subtilis gehِören außer den Antibiotika weitere Proteine bzw. Proteinkomplexe (BOCHOW 1998), Proteasen und Ammonium (FZB Biotechnik GmbH 1995), die besonders bei der Interaktion mit Pflanzen resistenzinduzierend wirken. Deshalb wurden B. subtilis- Isolate für den Einsatz zur biologischen Schaderregerbekämpfung

empfohlen.

Aus der Literatur geht hervor, dass B. subtilis erfolgreich gegen pilzliche, bakterielle sowie virale Pathogene und Nematoden erprobt wurde. B. subtilis stimuliert Abwehrkräfte der Pflanze gegen bodenbürtige Krankheitserreger (z. B. Rhizoctonia, Streptomyces, Fusarium).

Das Bakterium produziert biologisch aktive Substanzen wie Enzyme (IDRIS 2002), Siderophoren (LEEMAN et al. 1996), Lipopolysaccharide (NEWMANN et al. 1995), Lipopeptide (DUITMAN et al. 1999, STELLER et al. 1999),Vitamine und Phytohormone, besonders Antibiotika, die phytopathogene Pilze hemmen köِnnen (FRAVEL 1988, MEYER & HÖFTE 1997, BOCHOW 1998).

Der Schutz der Pflanzen vor bodenbürtigen Schaderregern durch Inokulation mit Bacillus subtilis wurde oft nachgewiesen. Die meisten Bekämpfungserfolge durch B. subtilis-Einsatz gibt es gegen pilzliche Phytopathogene. So schrieben PODILE & PRAKASH (1996) über einen Bekämpfungserfolg gegen Aspergillus sp. ABOU-SHAAR (1988) und HENTSCHEL & BOCHOW (1990) berichteten über eine deutliche Reduzierung der Korkwurzelkrankheit (Pyrenochaeta lycopersici) der Tomate (Lycopersicon esculentum) im Gewächshaus.

Eine bemerkenswerte Wirkung erzielten auch NEMEC et al. (1996) gegen den Erreger der Fusarium-Stengel und Wurzelfäule (F. oxysporum f.sp. radicis- lycopersici) der Tomate durch die Applikation der B. subtilis-Präparate “Quantum 4000 HB^®“ und Kodiak^®, die in den USA zugelassen sind. Ihre Wirksamkeit konnte durch eine Kombination mit Trichoderma harzianum noch weiter verbessert werden.

Durch die Bildung von Bacitracin, Botrycidin, Rhizocticin, Iturin-ähnliche Komponenten durch B. subtilis YM 10-20 stellten ZUBER et al. (1993), MUNIMBAZI und BULLERMAN (1998), CHITARRA et al. (2003) inhibierende Wirkung gegen Penicillium roqueforte, Aspergillus spund Fusarium spp. fest.

In Japan schrieben KONDOH et al. (2001) über einen integrierten Bekämpfungserfolg durch B. subtilis RB14-C und Butolanil (chemische Pestizide) gegen den Pathogenen Rhizoctonia solani bei Tomaten (Lycopersicon esculentum) im Gefäßversuch.

Dank seiner genetischen Eigenschaften konnte der selektierte B. subtilis-Stamm D1/2 bzw. seine Kulturfiltrate als Folge eines phenotypischen Testes durch seine 16S RNA-ribosom Gene (rDNA) in vitro bemerkenswerte Bekämpfungserfolge bringen. Dabei wurde das Zellenwachstum pilzlicher Phytopathogene wie z. B. Fusarium graminearum, Ascomyceten sowie Basidiomyceten bei Klee (Medicago sativa) aktiv gehemmt CHAN et al. (2003).

In Russland wurden Alirin B und Alirin S als Biopräparate (Antibiotika) auf der Basis der Kulturfiltrate von Bacillus subtilis-10 VIZR und Streptomyces felleus-8 VIZR entwickelt. Diese neuen Biopräparate wurden bei verschiedenen Feldgemüsen wie Gurken (Cucumis sativus), Tomaten (Lycopersicon esculentum) und Kartoffeln (Solanum toberusum) getestet. Die Applikation dieser Bio-Produkte löste eine Befallsreduktion mit induzierter Resistenz gegen zahlreiche Schaderreger wie Fusarium species, Rhizoctonia solani, Phoma exigua, Verticillium dahliae, Ascochyta melonis, Alternaria brassicicola, Botrytis cinerea aus und zugleich war bei den getesteten Pflanzen Ertragsteigerungen mit giftfreien Produkten zu verzeichnen NOVIKOVA et al. (2003).

Ebenfalls konnte der phytopathogene Pilz Rhizoctonia solani an Sojabohne (Glycine max) (RACKE & SIKORA 1985), Erbse (Pisum sativum) (HWANG & CHAKRAVARTY 1992, GANTCHEVA 1993), Kartoffel (Solanum toberusum) (SCHMIEDEKNECHT 1993, VIRGEN-CALLEROS et al. 1996), Tomate (Lycopersicon esculentum) (ASAKA & SHODA 1996) und Erdnüssen (Arachis hypogaea) (TURNER & BACKMAN 1991) durch den B. subtilis-Einsatz erfolgreich unterdrückt werden.

Im Weiteren wurde auch von einer antibakteriellen Leistung des Nutzbakteriums gegen andere phytopathogene Bakterien berichtet. Sowohl im Gewächshaus als auch im Freiland führte eine B. subtilis-Behandlung nach SCHMIEDEKNECHT et al. (1995) zur deutlichen Bekämpfung des Kartoffelschorfes Streptomyces scabies.

KEGLER (1993) schrieb über die Bekämpfung von verschiedenen phytopathogenen Viren wie dem Tabakrattle-Virus (TRV) an Chenopodium quinoa, dem Tabakmosaik- Virus (TMV) an Nicotiana glutinosa, dem nekrotischen Ringflecken-Virus der Kirsche (PNRV) Prunus spp. und dem Gurkenmosaik –Virus (CMV) an Cucumis sativus durch den Einsatz von Bacillus subtilis.

Ebenfalls stellten (GUPTA & VYAS 1989, SRIVASTAVA et al. 1990) Insektizidwirkungen nach einer Anwendung von B. subtilis fest. Doch damit ist das Leistungspotenzial dieses Bakteriums nicht erschöpft.

Es wurden des Weiteren in einer pakistanischen Studie zweiunddreißig Isolate von Pseudomonas aeruginosa und B. subtilis aus der Rhizosphäre und Rhizoplane von Wild- und Kulturpflanzen isoliert und auf ihre Aktivität unter Labor-, Gewächshaus- und Feldbedingungen geprüft. Das Ergebnis zeigte, dass die Stämme nicht nur Nematizidwirkung durch Tötung der Larven von Meloidogyne javanica in zweiter Phase hatten, sondern sie bewirkten auch inhibierend auf das pathogene Wachstum von Macrophomina phaseolina, Fusarium solani und Rhizotonia solani. Die antagonistische Wirkung von IE-2 und IE-6 von P. aeruginosa und B. subtilis führte dabei zur Vitalitätsverbesserung der Pflanzen. Infolgedessen waren Wachstumsstimulation und mehr Erträge bei Phaseolus vulgaris zu verzeichnen (SIDDIQUI et al. 2001).

Es liegen Beweise dafür vor, dass die Behandlung von Pflanzen mit synthetischen Phytohormonen zu induzierter Resistenz führen kann (DAVIS & DIMOND 1956). Die Erhöِhung der Kompensationsfähigkeit der Pflanzen und ihrer Widerstandskraft gegenüber Phytopathogenen (ROSENKRANZ 1996), Parasitismus sowie Resistenz- und/oder Toleranz-induktion bei Pflanzen wurden von PHILIPP (1988) sowie CHET et al. (1990) festgestellt.

Die Wirkung nicht nur direkt gegen einen Schadorganismus, sondern auch über die Pflanze ist dafür verantwortlich, dass mit einer Introduktion des Nutzbakteriums auch in Abwesenheit von Phytopathogenen eine Erhöhung der Biomassenproduktion der Kulturpflanze, mit der oftmals eine Ertragserhöhung einhergeht, sowie eine größere Toleranz gegenüber biotischen und abiotischen Stressoren erreicht werden kann (KOCH 2001, ZIMMER 2003).

Auch bei seiner Untersuchung in vivo vermutete ISSOUFOU (2000), dass die antagonistische Wirksamkeit des Nutzbakteriums wesentlich auf Resistenzinduktion in den behandelten Pflanzen zurückgeht.

Allerdings ist der verbesserte Gesundheitszustand nach der Behandlung mit Bacillus subtilis eine mögliche Ursache für Toleranz der Pflanzen gegenüber Phytopathogenen. STEINER (1990) konnte durch B. subtilis-Kulturfiltrate eine Resistenzinduktion bei Pflanzen gegenüber obligat biotrophen Pilzen hervorrufen.

Kulturfiltrate bzw. biologisch aktive Fraktionen aus den Kulturfiltraten von B. subtilis-Isolaten (FZB 24 und FZB 14) löِsten eine induzierte Toleranz und/oder Resistenz gegen F. oxysporum bei Tomate (Lycopersicon esculentum) unter axenischen Bedingungen aus. Die damit behandelten Pflanzen zeigten ein besseres Wachstum als die Kontrolle (DOLEJ 1998).

Eine induzierte Toleranz wurde ebenfalls durch Anwendung der Kulturfiltrate und biologisch aktiver Fraktionen gegen ein unspezifisches Toxin (Fusarinsäure) bei Kalluskulturen von Tomate (Lycopersicon esculentum), Lärche (Larix spp.) und Möِhren (Daucus carota) erzielt (ALEMAYEHU 1997).

Eine erhöِhte Widerstandsfähigkeit der Pflanzen wurde nach Blattapplikation einer aus extrazellulären Stoffwechselprodukten gewonnen Elicitorfraktion eines B. subtilis-Isolates festgestellt (STEINER et al. 1988, KEHLENBECK et al. 1992, KRASKA et al. 1992, PODILE 1996). Weiterhin berichteten mehrere Autoren von der Induktion systematischer Resistenz durch Bacillus subtilis. MAISS (1987) konnte durch die Anwendung zellfreier Kulturfiltrate von B. subtilis eine induzierte Resistenz gegen Viren an Gurken (Cucumis sativus) und Gerste (Hordeum vulgare) herbeiführen.

Induzierte Resistenz gegen pilzliche, bakterielle und virale Pathogene äußert sich oft mit erhöhten Aktivitäten von Chinitase, 1,3- ß-Glucanasen und der Bildung von PR-Proteinen (Pathogen related) (VAN LOON und VAN STRIEN 1999), Polyphenoloxydasen (PPO), Peroxidasen und Phenylalanin-Ammoniumlyasen (PAL) (PODILE & LAMI 1998), der Akkumulation von antimikrobiellen Substanzen wie Phytoalexinen, und/oder der Bildung von physikalischen Abwehrbarrieren (Lignifizierung, Kallusbildung, Thylenbildung usw. (HAMMERSCHMIDT & KUC 1995).

Ein Antistress-Effekt gegen abiotische Umweltfaktoren wurde auch nachgewiesen. In einem Feldversuch in Sinai- Ägypten, wo es Salzboden gibt, sprachen BOCHOW et al. (2001) über Wachstumsstimulation und Salzstress-Toleranz bei zwei Sorten von Aubergine (Solanum melongena) und Paprika (Capsicum annuum) unter Bewässerung mit salzigen Grundwasser durch Einsatz von B. subtilis FZB 24. Dabei erfolgte die Anwendung von Bacillus subtilis zur Wurzelbakterisierung durch Angießen der Setzlinge mit einer Sporensuspension von 10⁸ Sporen/ml. Nach 8-wöchiger ortsüblicher Pflanzenkultur wurde für 4-Wochen der Ertrag (kg/m²), die Zahl der Früchte je Pflanze, Fruchtfrischgewichte, Prozentsatz Fruchttrockenmasse sowie die Fruchtgröße der Gemüse bei den Testvarianten ermittelt. Im Vergleich zu den salzfrei bewässerten Kontrollen wurde einheitlich bei beiden Gemüsearten und -Sorten durch Bewässerung mit salzigem Wasser die Ertragsleistung der Pflanzen um über 90 % reduziert.

Nach der Applikation von B. subtilis wurde der Ertrag bei den salzbewässerten Aubergine-Sorten auf das 5 ½ fache erhöht und bei den Paprika-Sorten um das 4,3 fache, gegenüber der unbehandelten Kontrolle. Auch bei allen Pflanzenwachstums-Parametern führte die Pflanzen-bakterisierung zu signifikanten Verbesserungen. Der Bakterieneinsatz resultierte damit bei der Aubergine in einer Verlustreduzierung um etwa die Hälfte, beim Paprika in 25 % vermindert-en Verlusten und damit pflanzenart-spezifisch unterschiedlich stark- in einer erheblichen Erhöhung der Salzstress-Toleranz der behandelten Pflanzen.

Um nach B. subtilis-Einsatz induzierte Toleranz gegen Salzstress festzustellen, wurde mit Auxin-Präkursoren, IAA bei Tomatensämlingen unter kontrollierten, axenischen, salzstress- Situationen geprüft. Das Testergebnis war dem Feldversuch vergleichbar.

Induzierte Toleranz gegen abiotischen Stress wie Frost bei Tabak (Arabidopsis thaliana) konnte festgestellt werden KONSTANTINOVA et al. (2002). Auslöser dieser Resistenz war die Akkumulation von Prolin, Fructan oder ß-Glycine betaine. Die Kultur erfolgte in einer Zusammensetzung aus Arabidopsis- oder vigna-Gene Fragmenten (AtP5Cs, Vac P5 Cs) für Delta (1)-pyroline-5-carboxylate synthetase Produktion, Sac B Gene Kode für Levansucrase von B. subtilis oder Kode A Gene von Choline oxidase von Arthrobakter globiformis. Die Reaktion auf die Minusgrade von Temperatur undosmotischem Stress folgte bei Generationen der Nachkommenschaft. Als verantwortlich für die Frosttoleranz war die Akkumulation von biosynthetischen Substanzen wie, Prolin, Fructan oder ß-Glycine Betaine.

Die Wirkungsmechanismen von B. subtilis zur Unterdrückung von Phytopathogenen beziehen sich auf Prozesse der Antibiotika und der Konkurrenz um Raum und Nährstoffe (RYTTER et al. 1989, SINGLAIR 1989).

OBIEGLO et al. (1990) konnten den Befall von Edelnelken (Dianthus annus) mit dem Erreger der Fusarium-Welke (Fusarium oxysporum f.sp. dianthi) sowie Phytophthora nicotiana var. nicotianae an Tomate (Lycopersicon esculentum) (BOCHOW 1992, WANDKE & BOCHOW 1992) unter hydroponischen Anbaubedingungen wirksam bekämpfen.

BERGER et al. (1996) sprachen von einer deutlichen Befallsreduzierung bei Pythium und Phytophthora an verschiedenen Kulturpflanzen durch Bacillus subtilis. Auch SIDDIQUI & MAHMOOD (1995) erzielten eine signifikante Reduzierung der Wurzelfäulekrankheit (Macrophomia phaseolina)an Kichererbsen (Cicer aritinum) und eine Befallsreduktion von F. udum an Traubenerbse (Cajanus cajan) durch Saatgutbehandlung mit B. subtilis.

Ferner führte eine Behandlung mit Brevibacillus spp.1 und B. subtilis 16 bei Kartoffeln (Solanum toberusum) und Winterweizen (Triticum vulgaris) zur Minderung des Befalles mit dem Pathogenen R. solani und Fusarium gramminearum und brachte zugleich bis zu 20 % mehr Ertrag. Der Wirkmechanismus war auf die Bildung von verschiedenen biologisch aktiven Substanzen durch den Antagonisten zurückzuführen AZIZBEKYAN et al. (2001).

Ein Bacillus subtilis- Isolat 25021, ursprünglich von reifen Erdbeerfrüchten (Fragaria visca) isoliert, konnte Botrytis cinerea, den Erreger des Grauschimmels an der Erdbeere, in Labor und Feldversuchen erfolgreich unterdrücken. So ermittelten HELBIG & BOCHOW (2001) in dreijährigen Feldversuchen (1997-1999) durch eine Behandlung der Erdbeerpflanzen mit B. subtilis während der Blüte eine Reduktion des Grauschimmelbefalls an reifen Früchten zwischen 16 und 40 % im Vergleich zur Wasserkontrolle.

BONATERRA et al. (2003) konnten in Spanien den Befall mit Monilia laxa und Rhizopus stolonifer Nacherntekrankheiten bei Steinobst wie Aprikose (Prunus armeniaca), Pfirsich(Prunus persicae) und Nektarinen (Prunus amygdalus) nach einer Applikation von Pantoea agglomerans- Stamm EPS 125 signifikant reduzieren. Dies geschah je nach Dosierung, wenn beide (Antagonist und Pathogen) direkt im Saft kultiviert waren. Der Antagonismus zwischen ESP 125-Isolat und Pathogenen wurde diskutiert und wahrgenommen vermutlich als Biomechanismus zur Bekämpfung von Monilia laxa sowie von Rhizopus stolonifer während der Späternte.

Nicht zuletzt fand auch das Bakterium in der Holzindustrie Verwendung gegen den holzverfärbenden Pilz Ophiostoma picea auf Pinus ponderosa-Splintholz. Die Stärke der Verfärbung und die Enzymaktivität wurden in den Proben mit B. subtilis im Vergleich zu der unbehandelten Probe signifikant herabgesetzt. Obwohl der Einfluss der Applikation von Bacillus subtilis auf die Enzymaktivität von O. picea und seine Fähigkeit, Holz zu verfärben erheblich war, konnten jedoch die Bakterien die Pilzverfärbung nicht völlig hemmen (SILVA & MORELL 1998).

Das Phänomen einer Befallsreduzierung verbunden mit einer Wachstumsstimulierung nach B. subtilis-Anwendung, beobachteten auch SCHMIEDEKNECHT et al. (1995). B. subtilis hat damit nicht nur einen Bekämpfungseffekt gegenüber phytopathogenen Krankheitserregern, sondern auch Einfluss auf Wachstum und Gesundheit der Pflanzen. In einigen Fällen trat sogar eine Verfrühung der Ernte auf (HENTSCHEL u. BOCHOW 1990, FZB 2002).

Die Laktobazillen bzw. Milchsäurebakterien werden in der Familie der Lactobacillaceae zusammengefasst. Dazu gehِören die Gattungen Lactobacillus, Lactococcus, Leuconostoc Pediococcus und Streptococcus thermophilus (SCHLEIFER 1987).

Alle Angehöِِrigen sind grampositive, katalasenegative Bakterien, die meist unbeweglich sind und keine Sporen bilden (ROOS et al. 1999). Aufgrund der Zellgestalt und anderer morphologischer sowie physiologischer Eigenschaften sind die meisten Laktobakterien gestreckte zylinderförmige Stäbchen mit regelmäßiger Gestalt. Darüber hinaus sind sie mesophil, chemoorganotroph, fakultativ anaerob bzw. mikroaerophil und wachsen nur im komplexen Nährmedium. Sie besitzen keine Häminpigmente (SONENSHEIN et al. 1993).

Milchsäurebakterien können einen oberen Temperaturbereich von 30 bis 45 °C (thermische Stämme) vertragen, wobei das optimale Wachstum für Lactobacillus zwischen 20-30 °C schwankt. Sein Wachstumsoptimum liegt bei pH-Werten von 3,5 bis 5,4 (SCHRÖDER & BAUMANN 1991). Mit den hohen Nährstoffansprüchen und der Art der Energiegewinnung (reine Gärung) steht die Verbreitung der Milchsäurebakterien in der Natur im Zusammenhang. Sie können sich überall dort vermehren, wo hohe Konzentrationen an Kohlenhydraten, Proteinabbauprodukten und Vitaminen vorhanden sind und ein niedriger Sauerstoffdruck herrscht (SHARPE & PETTIPHER 1983). Zur Energiegewinnung sind sie durchweg auf Kohlenhydrate angewiesen und scheiden Milchsäure (Lactat) aus.

Laktobazillen besitzen die Fähigkeit, auf der Oberfläche von Pflanzen zu wachsen und werden dort auch regelmäßig angetroffen (MUNDT 1970). Die Zahl der Milchsäurebakterien liegt meist im Bereich von nur 10-1000 Zellen/g, steigt jedoch mit dem Grad der Pflanzenreife an. Auf der Blattoberfläche von Pflanzen lassen sich im allgemeinen nicht so viele Milchsäurebakterien finden, ebenso wie auf Blüten und Früchten (DAESCHEL et al. 1987). Besonders an Stellen, wo Pflanzensaft freigesetzt wird, z. B. an Schnittflächen nach der Ernte, finden Milchsäurebakterien sehr gute Wachstumsbedingungen vor und vermehren sich dort dementsprechend (MUNDT & HAMMER 1968).

Durch Bildung großer Mengen Lactat und aufgrund ihrer Säuretoleranz setzen sich Milchsäurebakterien unter geeigneten Milieubedingungen rasch durch. Es ist daher leicht, Milchsäurebakterien auf selektivem Nährboden anzureichern und zu isolieren. „Natürliche Reinzuchten“ liegen in Sauermilch und Milchprodukten, Sauerteig, Sauerkraut, Silage und an vielen anderen ähnlichen Standorten vor (HAMMES 1990, EHRMANN 1994).

Nach ihrer Eigenart, Glucose entweder zu Lactat oder daneben auch zu anderen Gärprodukten und Kohlendioxid zu vergären, teilt man die Laktobakterien in homofermentative und heterofermentative ein (SCHLEGEL 1992). Eine erste taxonomische Einteilung wurde bereits von ORLA JENSEN (1919) vorgenommen.

Von der Frühgeschichte der Menschheit an bis hin zur modernen Lebensmitteltechnologie wurden diese Bakterien unbewusst oder bewusst zur Fermentation von Nahrungs- und Futtermitteln eingesetzt und deren Qualität verbessert und/oder ihre Haltbarkeit verlängert (TEUBER 1993, ARICI 1997).

Die Anwendung der Milchsäurebakterien in der Landwirtschaft ist zur Zeit sehr vielfältig. Nach HIGA (unveröffentlicht) entfaltet sich die Wirkung dieser Mikroorganismen über:

1. Die Pflanzenstärkung: Gesunde Pflanzen entwickeln sich schneller,

2. Ertragsteigerungen,

3. Bodenverbesserung mit dem Ergebnis einer gesunden Bodenflora, die für den Pflanzenbewuchs Vorteile bringt,

4. die Föِِrderung einer schnellen Zersetzung und Vergärung von organischem Material,

5. Nährstِِoffe im Boden werden besser aufgeschlossen,

6. die Unterdrückung schädlicher Mikroorganismen sowie Pilze (Fusarium) und Nematoden und

7. die Produktion von Milchsäure aus Zuckern und anderen Kohlenhydraten.

Neben der Nutzung der konservierenden Wirkung ihrer Stoffwechselprodukte wie Milchsäure, Alkohol und Bacteriocinen-Substanzen, die das Wachstum anderer Bakterien einschränken oder ganz verhindern können (LINDGREN & DOBROGOSZ 1990) – werden Laktobakterien auch zur Aufwertung von Nahrungsmitteln durch Produktion von Aromen (z.B. Diacetyl in Butter), Vitaminen und Aminosäuren, aber auch zur Entfernung unerwünschter Stoffe eingesetzt.

Am meisten kommen Milchsäurebakterien im Bereich der Lebensmittelproduktion zum Einsatz. In der Literatur sind Untersuchungen über den Wirkmechanismus von Milchsäurebakterien zur Pflanzenstärkung bisher offiziell noch nicht beschrieben worden, trotzdem ist es wünschenswert, sie zu erforschen und besonders in die Beziehung solcher Mikroorganismen zum Pflanzenwachstum zu vertiefen.

Die antagonistische Wirksamkeit von Lactobacillus gegenüber Pathogenen basiert meist auf der Konkurrenz um Raum und Nährstoffe sowie auf der Bildung verschiedener antimikrobieller Substanzen, wie organische Säuren, Hydrogenpyroxidase, Diacetyl und Bacteriocin sowie sonstigen Antibiotika (HAMDAN et al. 1974, LINDGREN & DOBROGOSZ 1990, MÜLLER et al. 1996, OUWEHAND 1998).

Über die Produktion von bacteriocin-ähnlichen Substanzen durch Lactobacillus, womit die antibakterielle Wirkung isolierter Laktobazillen IMC-1 aus der Mongolei stammendem Käse gegen Lebensmittelverderber hervorgerufen wurde, schrieben MIYAMOTO et al. (1998). Dabei wurden Bakterien aus der Lactobacillus acidophyllus –Gruppe in Nährlösung 10 % aus Skimmilch bei pH 4,5 und 0,5 % Fermentextrakt, 0,5 % Glucose unter sterilen Bedingungen (15,000 U/min, Fermentationszeit 3-5 Tage) kultiviert. Als Testmikroorganismen kamen Escherichia coli, Pseudomonas fragi, Staphyllococcus aureus zum Einsatz.

Als Antibiotikum ist Patulin bekannt, da Patulin gegen verschiedene gramnegative Bakterien bakteriozid wirkt (FRANK 1970). Die Substanz erwies sich jedoch bei klinischen Untersuchungen als zu toxisch LINDROTH (1980).

Nach DEL RIO et al. (2003) hatten möglicherweise Phenolkomponenten wie Oleuropein, Catechin und Tyrosol, die aus dem Früchteextrakt der Olivenpflanze (Olea europaea L.) isoliert waren, antagonistische Wirkungen gegen Phytophtora sp. Der Anstieg im Phenolgehalt in den Pflanzengeweben (Blattzellen, Kortexzellen) wurde nach einer Blattbehandlung mit 0,3 % Brotomax festgestellt. Die Phenolkomponenten übten in Vitro-Kulturverfahren einen inhibierenden Einfluss auf das Pilzwachstum von Phytophtora sp. aus. In der Effektivität war das Tyrosol am stärksten, gefolgt wurde von Catechin und Oleuropein. Zuvor war die Bildung gleich aktiver Substanzen durch Lactobacillus plantarum bekannt, was vermutlich als Ursache für den Antagonismus denkbar ist (MARSILIO et al. 1998).

Ferner wurden Lactobacillus plantarum-Isolate VTT E-78076 (E76) und VTT E-79098 (E98) auf ihre Aktivität gegen verschiedene Fusarium species geprüft LAITILA et al. (2002). In vitro konnten die Laktobazillen Fusarium avenaceum, F. culmorum, F. graminearum und F. oxysporum erfolgreich hemmen. So waren bei der Ermittlung von Hemmungsgraden große sortenspezifische Unterschiede zwischen Fusarien-Arten je nach Bakterien-Stamm bemerkbar. Dies wurde durch Labortests aufgrund der Gerstenkultur bestätigt. Das Ergebnis bietet neue Impulse für die biologische Bekämpfung von Pathogenen bei Gerste an.

Die antibakterielle Fähigkeit von Laktobazillen ist ausführlich von STILES (1996) und SALMINEN & VON WRIGHT (1998) beschrieben worden. Zuvor zeigten Untersuchungen der Biotechnologie über VTT antagonistische Wirkungen von Lactobacillus gegen gramnegative Bakterien und Pilze (HAIKARA et al. 1993, HAIKARA & MATTILA-SADHOLM 1994).

Von großer Bedeutung ist auch die Fähigkeit der Milchsäurebakterien, unter ungünstigen Bedingungen zu überleben (Adaption) und sich zu kolonisieren. Dies spielt eine wesentliche Rolle im Bereich der Lebensmittelverarbeitung und der Lagerstabilität in Bezug auf Prozesse des Einfrostens und Trocknens (GUCHTE et al. 2002).

Die Entwicklung von neuen Abwehrmechanismen, wie Impfstoffen Vaccinen WELLS et al. (1996), MERCENIER et al. (2000) und Probiotik (DUNNE et al. 1999, SCHIFFRIN et al. 2001) führten zur Toleranzinduktion und machten dabei die Laktobazillen robust und widerstandsfähig gegenüber ungünstigen Umweltfaktoren. Die bakterielle Stressreaktion ist ein integriertes Regulationssystem erstens auf Basis von Genänderungen, was zu inneren Veränderungen in der Zellstruktur (z. B. Zellteilung, DAN-Metabolite, Hormonhaushalt, Aufbau der Feingewebe, Transport, etc.) beiträgt, und zweitens unter Mitwirkung bei der Toleranzinduktion (STROTZ et al. 2000). Dennoch bleibt der Antistress-Effekt artspezifisch und variiert je nach Typ des Stresses (Säure-, Trocken- bzw. Kältestress). Deshalb ist die Gewinnung neuer Erkenntnisse über die Stressreaktion von Lactobacillus wünschenswert.