Methoden

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2.1  Patch-Clamp-Technik


Die Patch-Clamp-Technik ist eine Methode zur Beobachtung und Analyse von Ionenkanalströmen in Zellen und Membranen. Die hohe zeitliche Auflösung dieser Methode, ihre Genauigkeit sowie die hohe Geschwindigkeit der Signalübertragung machen Strommessung auf Einzelkanalebene möglich. Die im Jahr 1976 publizierte Methode wurde von Neher und Sakmann entwickelt und stellt heute die Basis für zahlreiche Methoden der modernen Elektrophysiologie dar.

Die Patch-Clamp-Technik ist eine Weiterentwicklung der Voltage-Clamp-Technik. Bei Voltage-Clamp werden Zellströme und Membranpotentiale mit Hilfe eines Verstärkers sowie zwei Elektroden, einer intrazellulär und einer extrazellulär platzierten, gemessen. Mit einem Rückkopplungsmechanismus, der die Membranspannung mit Hilfe eines kompensatorischen Stroms auf einen vorgegebenen Wert fixiert, macht die Voltage-Clamp-Technik Messungen von einzelnen, beim Aktionspotential beteiligten Ereignissen möglich. Die Verfeinerung dieses Mechanismus führt zur Patch-Clamp-Technik, bei der Ströme auf Einzelkanalebene gemessen werden können: Ein Membranfleck wird durch elektrisch dichte Verbindung zwischen Membran und Pipettenspitze isoliert. Diese Verbindung wird als GΩ-Seal bezeichnet, da die vorliegenden Widerstände im Gigaohmbereich liegen. Mit dem GΩ-Seal wird das Problem des Hintergrundrauschens vermindert, da Leckströme zwischen Membranoberfläche und Pipettenspitze auf ein Minimum reduziert werden. Eine zusätzliche Innovation ist die Verwendung eines optimierten Verstärkers. Dieser Verstärker erlaubt es, nur eine Elektrode sowohl zur Messung des Potentials als auch zur Strominjektion zu verwenden. Die Badelektrode stellt nur einen Bezugspunkt dar, weswegen sie auch Referenzelektrode genannt wird (Molleman, 2003; Numberger & Draguhn, 1996).

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In einem Patch-Clamp-Experiment wird das zu untersuchende Material, ein Gewebeschnitt oder einzelne Zellen, in der Flusskammer platziert und mit der Badlösung geflutet. Unter visueller Kontrolle mit Invertmikroskop sowie Kamera und Monitor (Abbildung 2.1) wird eine adäquate Zelle ausgewählt. Anschließend taucht man die Patchpipette in die Badlösung und führt sie behutsam in unmittelbare Nähe der Zelle, bis ein Kontakt zwischen Pipettenspitze und Zellmembran entsteht. Der Kontakt löst einen Anstieg des Widerstandes aus, was durch einen Stromabfall des vom Verstärker ausgesandten Kontrollstromes erkennbar wird (Abbildung 2.2). Das Ansetzen von Unterdruck in der Pipette führt nun zur Entwicklung eines GΩ-Seal, was auch als „Cell-Attached”-Modus bekannt ist (Abbildung2.3A). Ausgehend von dieser Basiskonfiguration gelangt man zu drei Folgekonfigurationen, die unterschiedliche Arten der Messung ermöglichen: Whole-Cell, Inside-Out und Outside-Out (Abbildung 2.3B-D). In dieser Arbeit wurde ausschließlich die Whole-Cell-Konfiguration verwendet. Bei dieser Konfiguration werden keine Einzelkanalströme, sondern die Gesamtstromantwort einer Zelle als Summe aller aktiven Kanäle gemessen. Nach Ausbilden der gewünschten Konfiguration kann das eigentliche Experiment beginnen. Am Beispiel der Whole-Cell-Konfiguration soll der Ablauf verdeutlicht werden:

Das Potential der untersuchten Zelle wird konstant gehalten und der dazu notwendige Kompensationsstrom gemessen. Die gleichzeitige Strommessung und Potentialkontrolle wird durch eine Strom-Spannungswandlung bewerkstelligt (siehe Abbildung 2.4), dessen wichtigste Komponenten der Operationsverstärker (OPA) und der Referenzwiderstand sind. Der Verstärker misst am Eingang kontinuierlich das Membranpotential der untersuchten Zelle (U pip ), die der Pipettenspannung entspricht, und vergleicht den Wert mit der Kommandospannung (U soll ), die von der Steuereinheit vorgegeben ist. Bei Übereinstimmung fließt kein Strom durch das System. Bei Abweichungen der Werte durch Änderung von entweder U pip oder U soll entsteht am Verstärkerausgang eine Spannung, die dieser Differenz proportional und extrem verstärkt ist. Nun fließt aufgrund der Spannungsdiferenz zwischen Punkt 1 und Punkt 2 solange ein Strom über den Referenzwiderstand, bis die Spannungsdifferenz am Verstärkereingang aufgehoben ist. Erst mit Hilfe des Referenzwiderstandes ist eine Reaktion auf Spannungswechsel im Mikrosekundenbereich (μs) möglich, was unerlässlich für hohe zeitliche Auflösung bei der Strommessung ist. Störgrößen wie die Membrankapazität, die Pipettenkapazität oder die Eigenkapazität von Rf werden über weitere kompensatorische Rückkopplungskreise kompensiert.

Abbildung 2.1 Vereinfachtes Schema des Patch-Clamp-Experimentaufbaus: (1 Vereinfachtes Schema des Patch-Clamp-Experimentaufbaus: (1) Perfusionssystem mit: frischer Badlösung (a), Rollerpumpe (b), zuführendem Schlauch (c), abführendem Schlauch (d), benutzter Badlösung (e), (2) Invertmikroskop mit: Perfusionskammer auf einer beweglichen Metallplatte (a), Lichtquelle (b) und Monitor (c), (3) Mikromanipulatoreinheit mit: Patchpipette und Referenzelektrode (a), Mikromanipulator (b), (4) Patch-Clamp-Verstärker EPC-7, (5) AD/DA-Wandler, (6) Computer mit TIDA-Software zur Datenaufnahme und Analyse, (7) Schlauchsystem für Pipettendruck, (8) schwingungsgedämpfter Tisch, (9) Faradaykäfig (angepasst aus Rosenthal, 2000).

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Abbildung 2.2: Prinzip der Stromantwort auf Testpuls während der Entstehung eines GΩ-Seals und einer Whole-Cell-Konfiguration. Nachdem der Cell-Attached-Modus erreicht bzw. ein GΩ-Seal gebildet ist, fällt die Stromantwort nach einen Spannungspuls wegen des hohen Widerstandes auf < 10 pA, was durch die gestrichelte Linie verdeutlicht wird. Die durchgezogene Linie repräsentiert die Stromantwort nach Erreichen der Whole-Cell-Konfiguration. Nach Ansetzen von Spannung kommt es zu Stromfluss. Die Stromspitzen (●) jeweils am Anfang und Ende des Spannungspulses sind durch kapazitive Ströme aufgrund von Pipetten- und Membrankapazität sowie aufgrund von Verzögerung durch den Zugangswiderstand zu erklären (aus Molleman, 2003).2: Prinzip der Stromantwort auf Testpuls während der Entstehung eines GΩ-Seals und einer Whole-Cell-Konfiguration. Nachdem der Cell-Attached-Modus erreicht bzw. ein GΩ-Seal gebildet ist, fällt die Stromantwort nach einen Spannungspuls wegen des hohen Widerstandes auf < 10 pA, was durch die gestrichelte Linie verdeutlicht wird. Die durchgezogene Linie repräsentiert die Stromantwort nach Erreichen der Whole-Cell-Konfiguration. Nach Ansetzen von Spannung kommt es zu Stromfluss. Die Stromspitzen (●) jeweils am Anfang und Ende des Spannungspulses sind durch kapazitive Ströme aufgrund von Pipetten- und Membrankapazität sowie aufgrund von Verzögerung durch den Zugangswiderstand zu erklären (aus Molleman, 2003).

Abbildung 2.3: Konfigurationen der Patch-Clamp-Technik. Nach Ausbilden des Cell-Attached-Modus gelangt man durch Ansetzen von Unterdruck bzw. Zug an der Pipette zu den gewünschten Konfigurationen (aus Corey & Stevens, 2004).3: Konfigurationen der Patch-Clamp-Technik. Nach Ausbilden des Cell-Attached-Modus gelangt man durch Ansetzen von Unterdruck bzw. Zug an der Pipette zu den gewünschten Konfigurationen (aus Corey & Stevens, 2004).

Abbildung 2.4: Schema des Strom-Spannungswandlers beim Patch-Clamp-Experiment. Legende: OPA – Operationsverstärker, R4: Schema des Strom-Spannungswandlers beim Patch-Clamp-Experiment. Legende: OPA – Operationsverstärker, Rf – Referenzwiderstand, Usoll - Kommandospannung, Upip - Membranpotential, Uaus – Ausgangsspannung, Punkte 1 und 2 – siehe Haupttext (aus Numberger & Draguhn, 1996).

2.1.1  Experimentaufbau

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Die Perfusion erfolgte mit Hilfe von Rollerpumpe und Schlauchsystem in einer Perfusionsrate von ca. 5 ml pro Minute. Für jedes Experiment wurde ein neues Deckglas mit Zellen verwendet. Inkubationsexperimente erforderten keinen Austausch von Badlösung während des Experiments. Die Perfusionskammer war auf einer horizontal beweglichen Arbeitsplatte befestigt, die horizontal in alle Richtungen bewegt werden konnte. Auf diese Weise war das Aufsuchen einer geeigneten Zelle möglich.

Die Patch- und die Referenzelektrode bestanden aus dünnen Silberdrähten, die mit einer Schicht Silberchlorid überzogen waren. Die Patchelektrode war mit einem elektrisch betriebenem Mikromanipulator verbunden (Scientific Precision Instruments SPI, Oppenheim/Rhein), der präzise dreidimensionale Bewegungen der Pipette ermöglichte. Weiterhin war die Pipette mit einem Schlauchsystem ausgestattet, um den Druck an der Pipettenspitze variieren zu können. Die Schläuche verbanden die Pipette über einen Dreiwegehahn mit einer Wassersäule oder einer Kolbenpumpe, so dass je nach Bedarf das Anlegen eines Über- oder Unterdruckes möglich war.

Die Position der Zellen und der Pipette wurde mit einem Invertmikroskop der Firma Zeiss und einer Kamera (Sony) verfolgt. Das Mikroskop, die Kamera sowie die Manipulatoreinheit (Abbildung 2.1) wurden auf einem schwingungsgedämpften Tisch angebracht, um mechanische Störeinflüsse zu vermeiden. Ein Faradaykäfig über dem schwingungsgedämpftem Tisch diente der Vermeidung von Störeinflüssen durch Parasitärinduktivität. Signalübertragung und Datenerfassung erfolgten außerhalb des Faradaykäfigs mit Hilfe eines Patch-Clamp-Verstärkers (EPC-7, HEKA, Lamprecht), eines AD/DA-Wandlers (Batelle, Frankfurt) sowie eines Computers, der mit entsprechender Software (TIDA, Turbo Pascal Interface for Data Aquisition, HEKA) zur Datenaufnahme und -analyse ausgestattet war.

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Alle Komponenten des Systems waren elektrisch geerdet.

2.1.2 Praktische Durchführung

Bei allen durchgeführten Experimenten wurde die Whole-Cell-Konfiguration der Patch-Clamp-Technik verwendet. Die Auswahl diese Konfiguration hatte mehrere Gründe. Erstens blieb die Zelle als eine intakte biologische Einheit erhalten, was entscheidend für das Experimentdesign war. Zweitens lieferte die Exposition der gesamten Zellmembran eine Oberfläche für die Kanalinkorporation, die groß genug war, um alle neu eingebauten und aktiven Kanaleinheiten durch einen Stromanstieg sichtbar zu machen.

Im Verlauf eines Experimentes konnte nur die Zusammensetzung der Badlösung verändert werden, folglich wurden die Kanäle nur von der extrazellulären Seite her appliziert. Die Zugabe von kanalaktiven Substanzen in der Pipettenlösung hätte einen sofortigen Einbau der Kanäle zur Folge gehabt, so dass kein Unterschied zur Ausgangssituation hätte festgestellt werden können und somit die Fragestellung verfehlt worden wäre.

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Alle Versuche fanden bei Raumtemperatur statt. Wenige Minuten vor Experimentbeginn wurden frische Patchpipetten hergestellt. Als Material kamen dabei Röhrchen aus Borosilikatglas (Clark, Malsfeld) zum Einsatz, die mit Hilfe eines automatischen Pipettenziehgerätes (DMZ Universal Microelectrode Puller, Zeitz, Augsburg) in zwei Arbeitsschritten zu Patchpipetten umgeformt wurden. Die fertige Patchpipette wurde mit Pipettenlösung gefüllt und über die Patchelektrode gestülpt, nachdem sichergestellt wurde, dass die Pipette keine Luftbläschen in der Lösung enthielt.

Nach dem Übertragen des Deckglases mit den Zellen in die Perfusionskammer wurde mit Hilfe des Mikroskops und der Kamera eine adäquate Zelle ausgewählt. Runde, am Deckglasboden haftende Zellen wurden als geeignet angesehen. In der Lösung frei flottierende Zellen sowie Zellen mit unregelmäßiger Morphe wurden nicht verwendet. Solche Zellen hielten häufig der elektrischen Stimulation nicht stand und brachen entweder auf oder verloren die Verbindung mit der Pipette.

Im nächsten Schritt wurde die Pipette eingetaucht und unter visueller Kontrolle vorsichtig mit Hilfe des Mikromanipulators in die Nähe der ausgewählten Zelle gebracht. Direkt nach dem Eintauchen der Pipette wurde der Pipettenwiderstand bestimmt, der zwischen 3-5 MΩ betrug. Dabei herrschte ein leichter Überdruck an der Pipettenspitze, um Verstopfung der Spitze durch eventuelle Verschmutzungen zu vermeiden sowie die extrazelluläre Matrix der Zelle beim Zellkontakt fernzuhalten.

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Zur Beurteilung der Experimentsituation verwendete man nach Eintauchen der Pipette zu Testzwecken einen 10 mV starken Spannungspuls von 30 ms Dauer. Dieser Testpuls ermöglichte die Bewertung von Pipettenwiderstand, die Kompensation des Offsetpotentials1 und das korrekte Entstehen eines GΩ-Seals bzw. einer Whole-Cell-Konfiguration durch Beobachtung der Stromantwort. Dieser Testpuls war immer dann aktiv, wenn keines der Pulsprotokolle benutzt wurde (Kapitel 2.1.3).

Nach dem Berühren der Zelle mit der Pipettenspitze, was durch Abfall des Kontrollstromes sichtbar war, wurde das Kommandopotential auf –40 mV gesetzt. Dieses Potential entspricht etwa dem Ruhemembranpotential der BTM-Zellen und erleichterte somit die Formation eines GΩ-Seals. Anschließend wurde der positive Druck an der Pipettenspitze durch einen leicht negativen Druck ersetzt, indem die Stellung des Dreiwegehahns verändert und der Druckkolben vorsichtig betätigt wurde. Auf diese Weise wurde zuerst ein GΩ-Seal und durch weiteres Ansaugen schließlich die Whole-Cell-Konfiguration erreicht. Die Ausbildung eines GΩ-Seals wurde dann als erfolgreich angesehen, wenn der Teststrom auf < 10 pA beim Testpuls von 10 mV reduziert wurde. Der anschließende Aufbau einer Whole-Cell-Konfiguration war dann durch Anstieg der kapazitiven Ströme jeweils am Anfang und Ende des Pulses sichtbar (Abbildung 2.2). Vor Ansetzen eines Pulsprotokolls erfolgte die Kalkulation der Membrankapazität aus dem Integral unter den kapazitiven Stromspitzen, diese wurde soweit möglich über den Verstärker kompensiert. Der Zugangswiderstand wurde ebenfalls (auf einen Wert von 5 MΩ) kompensiert.


2.1.3 Elektrische Stimulation und Pulsprotokolle

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Abgesehen vom Testpuls vor Beginn des Experimentes wurden in dieser Arbeit zwei verschiedene Stimulations- oder Pulsprotokolle verwendet. Mit der ersten Stimulation, die aufgrund ihrer Dauer R50-Pulsprotokoll genannt wurde, erfolgte eine Momentaufnahme der zellulären Stromantwort auf verschiedene Potentiale. Ausgehend vom Initialwert von – 40 mV (0 mV bei cäsiumhaltigen Lösungen), welcher etwa dem Ruhemembranpotential von BTM-Zellen entspricht, wurde die Zelle insgesamt 18 verschiedenen Spannungen von je 50 ms Dauer ausgesetzt. Die Amplitudendifferenz zwischen aufeinander folgenden Spannungsschritten betrug 10 mV. Mit den ersten 9 Schritten wurde die Zelle bis auf ein Potential von + 50 mV depolarisiert, anschließend folgten 9 hyperpolarisierende Schritte bis zu einem Spannungswert von -130 mV (Abbildung 2.5). Dieses Protokoll ermöglichte die exakte Zuordnung der gemessenen Stromstärke zum exponierten Potential und somit die Berechnung einer Strom/Spannungskurve.


Abbildung 2.5: Schema des R50 - Pulsprotokolls. Spannungsangaben geben Werte am Pulsbeginn sowie Maximal- und Minimalpotential an.5: Schema des R50 - Pulsprotokolls. Spannungsangaben geben Werte am Pulsbeginn sowie Maximal- und Minimalpotential an.


Die zweite Stimulation, das Verlaufsprotokoll (Abbildung 2.6), war eine kontinuierliche Aufnahme über 125 s mit einer Aufnahmefrequenz von 100 Hz. Es wurde zur Beobachtung von akuten Veränderungen der Membranleitfähigkeit während des Experiments verwendet, insbesondere war es wichtig, solche Veränderungen direkt nach Applikation der untersuchten Substanzen zu verfolgen. Ähnlich wie beim R50-Protokoll wurde auch beim Verlaufsprotokoll das Ausgangspotential mit –40 mV gewählt. Anschließend wurde die Zelle insgesamt 10 Spannungsschritten von jeweils 100 ms Dauer ausgesetzt. Die Differenz zwischen den einzelnen Schritten betrug jeweils 20 mV, die maximalen Potentialamplituden erreichten jeweils Werte von -140 mV und 60 mV. Jedem Spannungsschritt folgte eine Neutralperiode (-40 mV/100ms). Das Ende der Sequenz bildete eine 500 ms lange Phase mit dem Neutralpotential von –40 mV. Die Stimulationssequenz dauerte insgesamt 2,5 s und wurde im Verlauf des Protokolls 50 Mal wiederholt.

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Abbildung 2.6: Stimulationssequenz des Verlaufsprotokolls. Spannungsangaben geben Ausgangswerte sowie Maximalwerte des angesetzten Potentials wieder.6: Stimulationssequenz des Verlaufsprotokolls. Spannungsangaben geben Ausgangswerte sowie Maximalwerte des angesetzten Potentials wieder.

2.1.4 Statistische Auswertung und Analyse

Pro Experimentserie lag die Gesamtzahl (n) der untersuchten Zellen zwischen 3 und 8. Alle Ergebniswerte wurden, sofern nicht anders vermerkt, als Mittelwert mit Standardfehler (SEM) angegeben. Zur Überprüfung der statistischen Signifikanz wurde je nach Experiment der t-Test für gepaarte oder ungepaarte Experimente verwendet. Bei gepaarten Versuchen kamen im Verlauf eines Experimentes verschiedene Lösungen, z.B. mit oder ohne kanalaktive Substanzen, zum Einsatz. Gepaarte Experimente verglichen die Werte von einer Zelle jeweils vor und nach Substanzgabe. Als ungepaartes Experiment wurde die Gegenüberstellung von Zellkohorten angesehen, die entweder mit reiner Badlösung oder mit Badlösung und gelöster Prüfsubstanz inkubiert wurden. Die geprüften Größen wurden als signifikant unterschiedlich angesehen, wenn das Ergebnis des t-Tests (P-Wert) kleiner als 0.05 war. Abhängig vom P–Wert wurden drei Signifikanzlevel definiert: * für p<0.05, ** für p<0.01 sowie *** für p<0.001.

Als primäre Zielvariablen wurden die Dichte und das Umkehrpotential der Ganzzellströme von BTM - Zellen nach Applikation der Substanzen definiert und mit den Ausgangswerten vor Substanzgabe verglichen.

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Die Stärke der gemessenen Stromantwort einer Zelle ist proportional zur Zellgröße. Daher wurden zur Normierung gemessener Ströme auf die Zellgröße Stromdichten anstelle von Leitfähigkeiten herangezogen. Die Stromdichte wurde aus dem Quotienten aus gemessenem Gesamtstrom und Zellkapazität kalkuliert (pA/pF), da letztere direkt proportional zur Zellgröße ist. Zur genaueren Beurteilung wurden die Stromdichten von Auswärts- und Einwärtsströmen verglichen. Stromdifferenzen mit positivem Vorzeichen, die meist nach einer Depolarisation erfasst wurden, wurden als Auswärtsströme definiert. Dementsprechend wurden als Einwärtsströme Stromdifferenzen mit negativem Vorzeichen definiert.

Die Auswärtsstromdichte wurde aus der Stromantwort bei maximaler Depolarisation (+60 mV) und die Einwärtsstromdichte anhand der Stromstärke bei maximaler Hyperpolarisation (-140 mV) kalkuliert. Als Gesamtstromdichte wurde die Summe beider Werte betrachtet.

Die Veränderung des Umkehrpotentials wurde als Differenz des Umkehrpotentials vor und nach Substanzgabe festgestellt und in mV bestimmt. Dabei verstand man unter Umkehrpotential die Spannung, bei welcher der Membranstrom den Wert 0 einnahm.

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Sekundäre Variablen waren die Reaktionszeit nach Substanzgabe bis zum ersten Anstieg der Leitfähigkeit (gemessen in s) sowie die Geschwindigkeit des Stromanstiegs (pA/s).

Um akute Veränderungen der Leitfähigkeit besser beurteilen zu können, wurden mehrere Verlaufsprotokolle eines Experiments in chronologischer Folge verbunden. Auf diese Weise war auf einer Abbildung der Verlauf des gesamten Experimentes sichtbar.

2.2 Zellpräparation

Bovine Augen wurden vom Schlachthof bezogen und innerhalb von 6 Stunden nach Tod des Tieres auf Eis ins Labor transportiert. Die Augen wurden unter einem Mikroskop unter semisterilen Bedingungen präpariert. Das Trabekelwerk wurde vom umgebenden Gewebe gelöst und in kurze Streifen geschnitten. Die Scheiben wurden anschließend in eine Petrischale überführt, mit einem Deckglas bedeckt und mit Zellmedium gefüllt, das 10% fetales Kälberserum enthielt. Die Petrischalen wurden in einem Brutschrank aufbewahrt, der auf 37° C temperiert und mit 5 % CO2-haltiger Luft gefüllt war. Zweimal wöchentlich wurde das Medium ausgetauscht. Nach der Ausbildung einer konfluenten Zellschicht (Monolayer) wurden die Zellen unter Einsatz der Trypsin/EDTA-Methodepassagiert. Dazu wurde das Medium aus der Schale entfernt, die Zellen mit einer Ca/Mg-freier PBS-Lösung gespült und die Schale mit 1ml Trypsinlösung gefüllt. Nach einer Inkubation von 5 min bei 37° C und anschließender mechanischer Agitation löste sich die Zellschicht vom Schalenboden. Die trypsinierten Zellen wurden mit neuem Medium versetzt und auf drei neue Schalen verteilt.

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Für Experimente wurden nur Zellen aus der dritten Passage verwendet. Ähnlich dem Passageprozess wurde die Zellschicht mit Trypsin behandelt und mit frischem Medium versetzt. Anschließend wurden die Zellen auf kleine Deckgläser verteilt und für 0.5-2.0 Stunden im Brutschrank inkubiert, damit sie erneut eine Haftung mit dem Deckglas entwickelten. Nach der Inkubationsperiode wurden die Deckgläser in die Perfusionskammer übertragen und mit Badlösung geflutet.

2.3 Substanzen und Lösungen

2.3.1  Zellkultur

Zellkulturmedien und Zusatzlösungen wurden von Biochrom (Berlin) bezogen. Für alle Prozeduren wurde die gleiche Zusammensetzung des Mediums verwendet. Diese bestand aus “Dulbecco’s modified Eagle’s minimal essential medium (DMEM)”, das mit 10% fetalem Kälberserum, 100 U/ml Penicillin und 100 µg/ml Streptomycin angereichert war. Zusätzlich wurde für Passageprozeduren und Experimentvorbereitung zur enzymatischen Verdauung der Zellkontakte eine Trypsinlösung (Biochrom) verwendet. Die Spülung der Zellen erfolgte mit einer Ca/Mg-freien Lösung (PBS).

2.3.2 Lösungen für Patch-Clamp-Experimente

Für jedes Experiment waren je zwei Lösungen erforderlich, Bad- und Pipettenlösung. Da zwei verschiedene Kombinationen von Ladungsträgern getestet werden sollten, wurden zwei Sätze von Lösungen verwendet. Die Zusammensetzung des ersten Satzes entsprach physiologischen Bedingungen mit Natrium- und Kaliumionen als Ladungsträgern, dementsprechend war in der intrazellulären Lösung eine hohe Kaliumkonzentration, in der extrazellulären Lösung eine hohe Natriumkonzentration vorzufinden. Beim zweiten Satz wurde Natrium bzw. Kalium durch Cäsium ersetzt, um die Leitfähigkeit für dieses Ion zu prüfen. Die Konzentration übriger Ionen entsprach den physiologischen Konzentrationen. Die genaue Zusammensetzung der verwendeten Lösungen ist Tabelle 2.1 zu entnehmen.

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Tabelle 2.1 Zusammensetzung der verwendeten Lösungen für Patch-Clamp-Experimente. Alle Angaben bis auf pH in mmol/l.1 Zusammensetzung der verwendeten Lösungen für Patch-Clamp-Experimente. Alle Angaben bis auf pH in mmol/l.

Lösung

Bad 1

Bad 2

Pipette 1

Pipette 2

Ladungsträger

Na+/K+

Cs+

Na+/K+

Cs+

NaCl

141

10

10

10

CsCl

-

131

-

-

Cs-methansulfonat

-

-

-

119

KCl

4

4

-

-

K-glutamat

-

-

119

-

CaCl2

1.7

1.7

0.5

0.5

MgCl2

0.9

0.9

-

-

MgSO4

-

-

0.9

0.9

K2HPO4

-

-

1

-

HEPES

10

10

10

10

Ca-EGTA

-

-

5.5

5.5

Glukose

5

5

-

-

pH

7.4

7.4

7.2

7.2


Die verwendeten Chemikalien wurden bei Sigma (München), Serva (Heidelberg) und Merck (Darmstadt) erworben. Alle Lösungen wurden nach Zubereitung gefiltert und auf korrekte Osmolarität geprüft, welche zwischen 270 und 290 mosm/l lag. Um den pH-Wert stabil zu halten, wurden die Lösungen mit Tris/HEPES gepuffert. Der pH-Wert der Badlösung betrug 7.4 und der Pipettenlösung 7.2. Die Zugabe von Ca-EGTA in den Pipettenlösungen hatte die Pufferung der Calciumkonzentration auf exakt 12 nmol/l zum Ziel. Auf diese Weise wurde die Aktivierung von calciumabhängigen Maxi-K Kanälen reduziert, die in BTM Zellen exprimiert werden und einen bedeutenden Beitrag zur elektrophysiologischen Antwort der Zelle leisten (Wiederholt et al., 2000). Badlösungen wurden im Kühlschrank bei 4° C aufbewahrt und innerhalb von 7 Tagen aufgebraucht. Die Zugabe von Glukose erfolgte direkt vor Experimentbeginn. Pipettenlösungen wurden nach Herstellung in Eppendorfröhrchen mit je 1ml Inhalt aliquotiert, bei -20° C eingefroren und nach Bedarf aufgetaut. Alle Lösungen wurden vor Experimentbeginn auf Raumtemperatur gebracht.

2.3.3 Synthetische Ionenkanäle

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Mit Ausnahme von Gramicidin A, das bei Fluka (Buchs/CH) erworben wurde, wurden alle Substanzen durch das Institut für Chemie der Humboldt-Universität zu Berlin, vertreten durch Prof. Ulrich Koert, synthetisiert und für biologische Untersuchung zur Verfügung gestellt. Dazu gehörten THF-gram-TBDPS, THF-gram und linked-gram-TBDPS. Alle Substanzen waren säulenchromatographisch (HPLC) gereinigt. Die Synthese lieferte Feststoffe, daher wurden die Verbindungen in Methanol oder Dimethylsulfyloxid (DMSO) gelöst. Nach Zugabe der gelösten Substanzen zur Badlösung überstieg die Konzentration der Lösungsmittel niemals den Anteil von 0.5%, bezogen auf das Volumenverhältnis (Vol./Vol.). In allen Experimenten wurden die Ionenkanäle extrazellulär appliziert; d.h. sie wurden ausschließlich der Badlösung zugeführt. Die Pipettenlösung war jederzeit frei von den untersuchten Substanzen.


Fußnoten und Endnoten

1  Unter Offsetpotential versteht man alle Spannungen, die aufgrund von Übergängen zwischen unterschiedlichen Materialien und Lösungen entstehen, z.B. Silberdraht und Badlösung. Damit eine fehlerfreie Messung erfolgen kann, ist die Kompensation dieses Potentials vor Experimentbeginn notwendig.



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18.10.2006