Aus der Klinik für Neonatologie (Campus Charité Mitte)
der Medizinischen Fakultät der Charité – Universitätsmedizin Berlin

Dissertation

Untersuchungen zur oxidativen Schädigung der Lunge:
Hyperoxie in vivo und Kultivierung isolierter Typ-II-Pneumozyten in Gegenwart von H₂O₂.

Zur Erlangung des akademischen Grades
Doctor medicinae (Dr. med.)

vorgelegt der Medizinischen Fakultät der Charité –
Universitätsmedizin Berlin

von
Roswitha Jehle

aus Düsseldorf

Gutachter:
1. Prof. Dr. B. Rüstow
2. Prof. Dr. D. Olthoff
3. Prof. Dr. H.-J. Galla

Datum der Promotion: 14.03.2005

Inhaltsverzeichnis

• 1  Einleitung
  • 1.1 Funktion und Stoffwechsel der Typ-II-Pneumozyten
  • 1.2  Zusammensetzung und Funktion des Surfactants
  • 1.3  Oxidativer Stress und freie Radikale
  • 1.4  Antioxidantien in biologischen Systemen
  • 1.5  Medizinische Bedeutung des oxidativen Stress
  • 1.6  Lipidperoxidation
    • 1.6.1 PAF, PAF-ähnliche Substanzen und PAF-Acetylhydrolase
  • 1.7  Modelle für die Untersuchung des oxidativen Stress in der Lunge
    • 1.7.1  In vivo Hyperoxie
    • 1.7.2  In vitro H₂O₂
• 2  Fragestellung
• 3  Material und Methoden
  • 3.1  Isolierung der Typ-II-Pneumozyten
  • 3.2 Modelle zur Beschreibung des oxidativen Stress
    • 3.2.1 Hyperoxie in vivo
    • 3.2.2 H₂O₂ in vitro
  • 3.3  Bestimmung der H₂O₂-Konzentration
  • 3.4 Antioxidantien
    • 3.4.1 Totale antioxidative Kapazität (TAC)
    • 3.4.2 Glutathion (GSH)
    • 3.4.3 Vitamin E
    • 3.4.4 Polyungesättigte Fettsäuren (PUFA)
  • 3.5  Aktivität antioxidativer Enzyme
    • 3.5.1 Catalase
    • 3.5.2 Superoxiddismutasen (SOD)
  • 3.6 Synthese von Surfactantlipiden
    • 3.6.1 Zelluläre Palmitinsäure-(16:0)-Aufnahme
    • 3.6.2  Phosphatidylcholin-(PC)-Synthese
  • 3.7 Lipidperoxidation
    • 3.7.1 Malondialdehyd (MDA)
    • 3.7.2 Lipidhydroperoxide (LOOH)
    • 3.7.3  PAF-ähnliche Substanzen (PAF-Related Compounds, PAF-RC)
    • 3.7.4  PAF-Acetylhydrolase (PAF-AH)
    • 3.7.5 Phospholipase A₂ (PLA₂)
  • 3.8  Expression von Hitzeschockproteine (HSP)
  • 3.9 Berechnungen und Statistik
• 4  Ergebnisse
  • 4.1 Hyperoxie
    • 4.1.1  Antioxidative Abwehr
    • 4.1.2  Lipidperoxidation
  • 4.2 Kultivierung von Typ-II-Pneumozyten in Gegenwart von H₂O₂
    • 4.2.1  Einfluss der Zellkulturbedingungen
    • 4.2.2  H₂O₂-Clearance
    • 4.2.3  Antioxidative Abwehr
    • 4.2.4  Surfactantlipidsynthese
    • 4.2.5  Lipidperoxidation
    • 4.2.6  Expression von Hitzeschockproteinen (HSP)
• 5  Diskussion
  • 5.1 Zellkulturbedingungen als Stressfaktor
  • 5.2 Antioxidative Abwehr
    • 5.2.1 Glutathion als schnelles Reaktionssystem nach H₂O₂-Belastung
    • 5.2.2  Erhöhte Catalase/Superoxiddismutasen-Aktivität nach H₂O₂-Stress
    • 5.2.3  Einfluss von Hyperoxie auf die pulmonale antioxidative Abwehr
  • 5.3 H₂O₂ hemmt die Surfactantlipidsynthese
  • 5.4  Lipidperoxidation
    • 5.4.1  In vivo Hyperoxie verändert die Lipidperoxidation in der Lunge nicht
    • 5.4.2  In vitro H₂O₂ führt zu Lipidperoxidation in den Typ-II-Pneumozyten
  • 5.5  Erhöhte Expression von Hitzeschockproteinen unter H₂O₂
• 6  Zusammenfassung und Schlussfolgerung
• Literaturverzeichnis
• Verzeichnis der Abkürzungen und chemischen Formeln
• Danksagung
• Lebenslauf
• Eigenständigkeitserklärung

Tabellen

• Tabelle 1.1 Zusammensetzung des Surfactants [in Gewichtsprozent]
• Tabelle 1.2: Wichtige Reaktive Sauerstoffspezies (ROS)
• Tabelle 1.3 Wichtige Antioxidantien in biologischen Systemen
• Tabelle 1.4 Effekt von in vivo Hyperoxie: Literaturübersicht (Auswahl)
• Tabelle 3.1 Eingesetzte Proteinmengen für die HSP-Bestimmung
• Tabelle 4.1 Einfluss von in vivo Hyperoxie auf antioxidative Parameter von frisch isolierten Typ-II-Zellen
• Tabelle 4.2 Einfluss von in vivo Hyperoxie auf die Lipidperoxidation und auf die Aktivität der antioxidativen Enzyme PAF-AH und PLA₂ im Plasma und in der Bronchoalveolärer Lavage (BAL)
• Tabelle 4.3 PAF-AH-Aktivität in Lungenzellen und verschiedenen Fraktionen der BAL: Einfluss von in vivo Hyperoxie
• Tabelle 4.4 Einfluss einer 18-stündigen Zellkultur auf die Aktivität der antioxidativen Enzyme Catalase und SOD, die totale antioxidative Kapazität (TAC), den GSH-Gehalt sowie die HSP-Expression von Typ-II-Zellen
• Tabelle 4.5 Einfluss der H₂O₂-Inkubationszeit auf die H₂O₂-Clearance adhärenter Typ-II-Zellen
• Tabelle 4.6 Einfluss der Inkubation adhärenter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die Konzentration verschiedener Antioxidantien
• Tabelle 4.7 Einfluss der Inkubation adhärenter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die zelluläre Aktivität der antioxidativen Enzyme Catalase und SOD
• Tabelle 4.8 Einfluss der Inkubation adhärenter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die initiale ³H-Palmitinsäure-(16:0)-Aufnahme sowie den ¹⁴C-Cholin- und ³H-16:0-Einbau in PC
• Tabelle 4.9 Einfluss der Inkubation frisch isolierter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die Lipidperoxidation sowie die Aktivität der antioxidativen Enzyme PAF-AH und PLA₂ in frisch isolierten Typ-II-Zellen
• Tabelle 4.10 Einfluss der Inkubation frisch isolierter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die HSP-Expression frisch isolierter Typ-II-Zellen

Bilder

• Abbildung 1.1 Stoffwechsel der Typ-II-Zellen nach van Golde et al. (1994) und Creuwels et al. (1997).
• Abbildung 1.2 PC-Synthese (nach Haagsman und van Golde 1985, Alberts 1997).
• Abbildung 1.3 Fenton-Haber-Weiss-Reaktion (nach Kappus 1985, Halliwell 1990).
• Abbildung 1.4 Pathogenese des neonatalen Atemnotsyndroms nach Wauer (1993).
• Abbildung 1.5 Fettsäureoxidation nach Kappus (1985), Halliwell und Gutteridge (1993).
• Abbildung 4.1 Einfluss der Inkubation adhärenter Typ-II-Zellen in Gegenwart von 0,5mM H₂O₂ auf die GSH-Konzentration.
• Abbildung 5.1 SOD/Catalase-System.