Aus der Neurologischen Klinik
der Medizinischen Fakultät Charité
der Humboldt-Universität zu Berlin

DISSERTATION

Untersuchung der Sauerstoffkonzentrationsveränderungen in der Mikrozirkulation des Hirnkortex von Ratten bei funktioneller Stimulation mittels Phosphorescence Quenching

Zur Erlangung des akademischen Grades
Doctor medicinae (Dr. med.)

vorgelegt der Medizinischen Fakultät Charité
der Humboldt-Universität zu Berlin

Christoph Leithner


aus Ostfildern-Ruit

Dekan: Prof. Dr. Joachim W. Dudenhausen

Gutachter:
1. Prof. Dr. Ulrich Dirnagl
2. Prof. Dr. Matthias Hoehn
3. Prof. Dr. Wolfgang Kuschinsky

Datum der Promotion: 14.07.2003

Abstract:

Functional brain imaging techniques such as fMRI or PET measure regional changes in cerebral blood flow and oxygenation related to neuronal activity rather than neuronal activity itself. These changes are believed to spread over a larger area than the neuronal activity thus limiting spatial resolution of imaging techniques. It has been suggested that oxygen consumption increases before blood flow in the region of increased activity. An increased oxygen consumption would lead to an initial deoxygenation limited exactly to the aera of neuronal activity thus providing a signal detectable with techniques measuring blood oxygenation (e.g. BOLD-fMRI).
To test the hypothesis of an initial deoxygenation we performed measurements of intravascular oxygen concentration in the somatosensory cortex of rats in response to a physiological stimulus (whisker deflection) using oxygen dependent phosphorescence quenching. Animals were anesthetized with chloralose/urethane and a closed cranial window was implanted over the somatosensory cortex. Timecourses of intravascular oxygen concentration during 4s single-whisker as well as whole pad deflection showed a hyperoxygenation beginning 1-1,5s second after stimulatin onset and peaking one second after the end of the stimulation. A small post-stimulus undershoot was observed. We did not reproducibly detect an initial deoxygenation. These results indicate tight coupling between neuronal activity and cerebral blood flow throughout the stimulation period.

Keywords: quenching, oxygen concentration, rat, somatosensory cortex, whisker, initial deoxygenation

Abstrakt:

Funktionelle bildgebende Verfahren des Gehirns messen Veränderungen des lokalen cerebralen Blutflusses bzw. der Oxygenierung, die an neuronale Aktivität gekoppelt sind, und nicht die neuronale Aktivität selbst. Diese Veränderungen breiten sich über ein größeres Areal aus als die neuronale Aktivität, das räumliche Auflösungsvermögen der bildgebenden Verfahren bleibt daher begrenzt. Es ist vorgeschlagen worden, dass der Sauerstoffverbrauch unter neuronaler Aktivierung vor dem Blutfluss ansteige. Ein initial steigender Sauerstoffverbrauch würde dann eine Deoxygenierung des Gewebes bewirken, diese bliebe exakt auf das Aeral neuronaler Aktivität beschränkt und liesse sich mit bildgebenden Verfahren darstellen, die die lokale Oxygenierung messen. Um die Hypothese der initialen Deoxygenierung zu überprüfen führten wir Messungen der intravaskulären Sauerstoffkonzentration mittels Phosphorescence Quenching im somatosensorischen Kortex von Ratten unter physiologischer Stimulation (mechanische Auslenkung der Barthaare) durch. Die Tiere wurden mit Chloralose/Urethan anästhesiert und ein kranielles Fenster über dem somatosensorischen Kortex präpariert. Der Zeitverlauf der intravaskulären Sauerstoffkonzentration unter 4s-Stimulation eines einzelnen bzw. aller Barthaare zeigte eine nach ca. 1-1,5s beginnende Hyperoxygenierung, die ihr Maximum etwa 1-1,5s nach Ende der Stimulation erreichte. Es folgte ein gering ausgeprägter post-stimulus-undershoot. Eine reproduzierbare initiale Deoxygenierung liess sich nicht nachweisen. Diese Ergebnisse sind vereinbar mit einer engen Kopplung des lokalen cerebralen Blutflusses an die neuronale Aktivität während der gesamten Stimulationsdauer.

Eigene Schlagworte: Quenching, Sauerstoffkonzentration, Ratte, somatosensorischer Kortex, whisker, initiale Deoxygenierung

Inhaltsverzeichnis

• 1.  Einleitung
  • 1.1.  Kontext
  • 1.2.  Fragestellung
  • 1.3.  Moderne bildgebende Verfahren des Gehirns
    • 1.3.1. Positronenemissionstomografie (PET)
    • 1.3.2. Funktionelle Magnetresonanztomografie (fMRT)
    • 1.3.3.  Optical Imaging und Imaging Spectroscopy
    • 1.3.4. Der DPF (Differential Pathlength Factor)
  • 1.4.  Experimentelle Ansätze: Das Whisker-Barrel-System der Ratte
  • 1.5.  Neurovaskuläre Kopplung als Grundlage der funktionellen Bildgebung des Gehirns
    • 1.5.1.  Neurometabolische Kopplung
    • 1.5.2. Neurovaskuläre Kopplung
      • 1.5.2.1. Mediatoren der neurovaskulären Kopplung
      • 1.5.2.2.  Sauerstoffverbrauch, Blutfluss, Blutvolumen
      • 1.5.2.3. CMRO2 (Cerebral Metabolic Rate of Oxygen)
      • 1.5.2.4.  CBF (Cerebral Blood Flow)
      • 1.5.2.5.  CBV (Cerebral Blood Volume)
    • 1.5.3. Erklärungsansätze
  • 1.6. Die initiale Antwort
    • 1.6.1. Gibt es einen initialen Abfall der Sauerstoffkonzentration ?
    • 1.6.2. Kann man mit Hilfe des "initial Dip" die räumliche Auflösung der fMRT verbessern ?
  • 1.7. Phosphorescence Quenching
• 2.  Material und Methoden
  • 2.1. Grundlagen des Phosphorescence Quenching
    • 2.1.1. Begriffsklärungen
    • 2.1.2. Phosphoreszenz
    • 2.1.3. Phosphorescence Quenching
    • 2.1.4. Stern-Volmer-Gleichung
    • 2.1.5. pO2 -Messung mittels Phosphorescence Quenching
    • 2.1.6. Oxy-Phor-R2 (Pd-meso-tetra -(4-Carboxyphenyl)-Porphyrin)
    • 2.1.7. Photosensibilisierung
  • 2.2.  Versuchsaufbau und Versuchsdurchführung
    • 2.2.1. Liste der verwendeten Materialien
    • 2.2.2. Präparation der Versuchstiere
    • 2.2.3.  Ziel der Versuche
    • 2.2.4. Aufbau des Optical Imaging
    • 2.2.5. Versuchsdurchführung des Optical Imaging
    • 2.2.6. Aufbau des Phosphorescence Quenching
    • 2.2.7. Versuchsdurchführung des Phosphorescence Quenching
    • 2.2.8. Statistische Auswertung
  • 2.3.  Kurze Beschreibung der Computerprogramme
    • 2.3.1. Programm zur Datenaufnahme: phosphorescence16.vi (LabView)
    • 2.3.2. Programm zur Auswertung: phos_auswert15x.m (MatLab)
• 3.  Ergebnisse
  • 3.1. Aufbau der Methode und Etablierung der Messung
    • 3.1.1. Messung vom Kortex ohne Injektion von Oxy-Phor R2
    • 3.1.2. Messungen in vivo: Tod des Versuchstieres
    • 3.1.3.  temporäre Hypoxie, temporäre Hyperoxie, Vasomotionen
  • 3.2.  Whisker-Stimulation
    • 3.2.1. Physiologiedaten während der Versuche
    • 3.2.2.  Änderungen der Sauerstoffkonzentration während Single-Whisker-Stimulation
    • 3.2.3. Änderungen der Sauerstoffkonzentration während Whole-pad-Stimulation
    • 3.2.4. Statistische Auswertung
  • 3.3.  Computer-Simulation im Dreikompartiment-Modell
    • 3.3.1. Wie verändert sich das Phosphoreszenz-Signal bei isolierten Veränderungen der Sauerstoffkonzentration in einzelnen Kompartimenten ?
• 4.  Diskussion
  • 4.1. Messung globaler Veränderungen
  • 4.2. Probleme in der Interpretation bei monoexponentieller Analyse
  • 4.3.  Messung lokaler Veränderung: Die Blutoxygenierungsantwort auf neuronale Aktivierung
    • 4.3.1. Die initiale Phase
    • 4.3.2. Die Hyperoxygenierung
    • 4.3.3. Der Undershoot
  • 4.4. Möglichkeiten der Verbesserung durch multiexponentielle Analyse
  • 4.5.  Schlussfolgerungen
• 5.  Zusammenfassung
• Verzeichnis der Abkürzungen
• Literaturverzeichnis
• Lebenslauf
• Eidesstattliche Erklärung

Tabellen

• Tab. 1 : Veränderungen der lokalen CMRO2 bei neuronaler Stimulation. In der Spalte "Ergebnis" ist das Maximum des Anstiegs der CMRO2 angegeben. Die meisten Autoren zeigen einen geringen Anstieg des Sauerstoffverbrauchs von Gehirnarealen unter Stimulation, einige fanden allerdings keinen signifikanten Anstieg.
• Tab. 2 : Veränderungen des lokalen CBF bei neuronaler Stimulation In der Spalte "Ergebnis" ist jeweils der maximale gemessene Anstieg des Blutflusses unter Stimulation angegeben.
• Tab. 3 : Veränderungen des lokalen CBV bei neuronaler Stimulation In der Spalte "Ergebnis" ist jeweils der maximale Anstieg des Blutvolumens unter Stimulation angegeben.
• Tab. 4 : Der "initial dip" ( lokale initiale Deoxygenierung bei neuronaler Stimulation) Die %-Angaben der Spalte "Ergebnis" gibt den Quotienten aus maximaler Deoxygenierung (je nach Methode: max. Abnahme der Sauerstoffkonzentration (Phosphorescence Quenching), max. Zunahme der deoxy-Hb-Konzentration (Spektroskopie), max. Abnahme des BOLD-Signals (fMRT)) und maximaler Hyperoxygenierung (je nach Methode: max. Zunahme der Sauerstoffkonzentration (Phosphorescence Quenching), max. Abnahme der deoxy-Hb-Konzentration (Spektroskopie), max. Zunahme des BOLD-Signals (fMRT)). Die Zeitangabe bezieht sich auf die Länge der initialen Antwort (Zeitpunkt des Kreuzens der Nulllinie nach Stimulationsbeginn).
• Tab. 5 : Physiologiedaten während der VersucheAngegeben sind jeweils Mittelwert und Standardabweichung bzw. (Temperatur) der gesamte Bereich, in dem die Messwerte lagen.

Bilder

• Abb. 1 : Whisker-Barrel-System der Ratte (aus Cox 1993). Die Barthaare der Ratte werden in Reihen (A bis E) geordnet und nummeriert. Jedes Haar entsendet seine Afferenzen zu einer diskreten Neuronengruppe im somatosensorischen Kortex (sogenannte Barrel). Die Barrels weisen im Kortex die gleiche Anordnung auf wie die Barthaare im Gesicht der Ratte.
• Abb. 2 : Piale Gefäße und somatosensorische Gehirnareale der Ratte (aus Cox 1993). Die Aufzweigungen der A. cerebri media (von unten kommend) sind auf das Foto eines Rattengehirns aufgezeichnet. Die Kreise mit Punkt in der Mitte stellen die Whisker-Barrel dar. Die Reihen der Whisker-Barrel sind mit A bis E bezeichnet (s.o.). Der gesamte Whisker-Barrel-Kortex misst in der Aufsicht etwa 3x4 mm und lässt sich gut anhand der Gefäßarchitektur (Aufzweigungen der A. cerebri media) lokalisieren.
• Abb. 3 : Der "initial dip": initialer Anstieg der deoxy-Hb-Konzentration. (schematisch nach (Vanzetta 1999)) Kurze Zeit nach Stimulationsbeginn steigt die Konzentration von deoxy-Hämoglobin an ("initial dip") um wenig später unter den Ruhewert abzufallen ("Hyperoxygenierung")
• Abb. 4 : Jablonski-Diagramm der Teilprozesse bei der Phosphoreszenz. Durch Absorption eines Photons (1) geht des absorbierende Molekül vom Singulett-Grundzustand S0 in einen angeregten Singulett-Zustand über (hier S2). Durch (2) Internal Conversion (strahlungslos) relaxiert das Molekül in den angeregten Singulett-Zustand S1. Durch Intersystem Crossing (3) und Internal Conversion (4) geht es in den ersten angeregten Triplett-Zustand T1 über. Der Übergang von hier aus in den Singulett-Grundzustand S0 ist eigentlich spinverboten und hat deshalb eine lange Lebensdauer, diesen Übergang (5) bezeichnet man als Phosphoreszenz, hierbei wird ein Lichtquant emittiert.
• Abb. 5 : Jablonski-Diagramm der Teilprozesse des Phosphorescence Quenching. Zunächst laufen beim Phosphorescence Quenching die gleichen Prozesse wie bei der Phosphoreszenz ab: Nach Absorption des Photons (1) und Internal Conversion (2 und 4) sowie Intersystem Crossing (3) befindet sich das Molekül ( hier der für die Versuche verwendete Farbstoff Oxy-Phor-R2) im angeregten Triplett-Zustand. Von hier aus sind nun zwei Prozesse möglich: Phosphoreszenz des Farbstoffs (5) oder intermolekularer Energietransfer auf den Sauerstoff (6). Sauerstoff hat einen Triplett-Zustand als Grundzustand (zwei ungepaarte Elektronen mit dem Spin +1/2, folglich die Gesamtspinquantenzahl S=1, damit die Multiplizität M=3), geht daher bei diesem Energietransfer, der während einer Kollision der Moleküle stattfindet (und dessen Häufigkeit damit von der Sauerstoffkonzentration abhängt ), in einen angeregten Singulett-Zustand über. Von hier aus hat wiederum das angeregte Sauerstoffmolekül mehrere Möglichkeiten: Rückkehr in den Grundzustand (über strahlungsloses Intersystem Crossing (8)), Phosphoreszenz, oder Eingehen einer chemischen Reaktion (Photosensibilisierung, s.u.)
• Abb. 6 : Absorptionsspektrum von Oxy-Phor R2 (eigene Messung). Das in physiologischer NaCl-Lösung gemessene Spektrum zeigt die maximale Absorption von Oxy-Phor R2 bei ca. 520nm (Herstellerangaben: 524 nm). Der Filter für das Anregungslicht wurde daher als Bandpassfilter 520 ± 10nm gewählt.
• Abb. 7 : Aufbau des Optical Imaging. Das kranielle Fenster wird mit Licht von 570 nm (einer der isosbestischen Punkte des Hämoglobins) beleuchtet. Das reflektierte Licht wird über ein Makroskop (bestehend aus zwei 50 mm Objektiven) auf den Chip einer CCD-Kamera fokussiert. Die gemessenen Intensitätswerte werden über das Imager 2001 Video-System verarbeitet, gespeichert und auf dem Bildschirm als Absorptionsbild des Kortex dargestellt. Das Imager 2001-System kontrolliert gleichzeitig über den Master-8 die mechanische Stimulation des ausgewählten Barthaares.
• Abb. 8 : Darstellung des Versuchsaufbaus für das Phosphorescence Quenching: Der Computer gibt das Trigger-Signal für die flash lamp und den Stimulator über den Master 8 aus. Das weiße Licht der flash lamp passiert den Bandpassfilter und wird dadurch auf die Wellenlängen 510-530 nm eingeengt. Durch das 135 mm und das 50 mm-Objektiv wird ein kreisrunder Lichtfleck (ca. 1,3 mm Durchmesser) auf den Kortex des Versuchstieres fokussiert. Das auf den Kortex treffende Licht regt den in den Blutgefäßen befindlichen Farbstoff zur Phosphoreszenz an. Das Phosphoreszenz-Licht ist Licht einer wesentlich höheren Wellenlänge (ca. 695nm). Vom direkt reflektierten Anregungslicht wird es durch den dichroischen Spiegel (dieser reflektiert Licht über 590 nm und lässt Licht unter 590nm passieren) und den 590nm cut-off Filter getrennt. Das Phosphoreszenz-Licht wird durch die Optik (zwei 50mm Objektive) auf den Lichtleiter des Photomultipliers fokussiert, die Intensitätswerte werden im Photomultiplier gemessen, die Daten an den Computer weitergegeben und dort für die spätere Analyse gespeichert.
• Abb. 9 : Benutzeroberfläche von phosphorescence16.vi. Wählbar sind die trigger rate (Frequenz der Triggerung der flash-lamp, in den Versuchen 100 Hz), die scan rate (Frequenz der Speicherung der Lichtintensitätswerte, in den Versuchen 1 Mhz), die Zeit der Datenaufnahme (in den Versuchen 15 bzw. 20 s), die Anzahl der zu speichernden Werte pro Lichtblitz (data per cycle) sowie der Name unter dem die Daten gespeichert werden (filename).
• Abb. 10 : Diagramm des Programmes phosphorescence16.vi. Das Programm zur Steuerung des Versuchsablaufs und zur ersten Datenanalyse und Speicherung (phosphorescence16.vi): Es gibt zu einer vorgebbaren Zeit Signale an den Master-8 zur Triggerung der Stimulation aus, liest die vom Photomultiplier kommenden Intensitätswerte, analysiert diese und speichert die einzelnen Phosphoreszenzkurven.
• Abb. 11 : Messung vom Kortex vor der Injektion von Oxy-Phor R2. Die Abbildung zeigt die vom Photomultiplier gemessene Lichtintensität des Anregungs-Lichtblitzes vor der Injektion von Oxy-Phor R2. Die Filterung des Anregungslichtes (520nm) durch den dichroischen Spiegel und den cut-off Filter ist nicht vollständig, der Anregungslichtblitz ist daher zu sehen. Da allerdings bei der Berechnung der Sauerstoffkonzentration erst ab 100 μ s nach dem Intensitätsmaximum (hier also bei t = 120 μ s) gefittet wurde, ist die Intensität des reflektierten Lichtes bereits wieder auf das Ausgangsniveau (Rauschen) abgesunken und verfälscht die Daten nicht.
• Abb. 12 : Tod des Versuchstieres. Ca. 30 Sekunden nach Beginn der Datenaufzeichnung wurden dem Versuchstier 4 ml einer 3 molaren KCl-Lösung intravenös injiziert. Wenige Sekunden später fiel der Blutdruck steil ab, die Atmung sistierte. Wiederum einige Sekunden später ist eine deutliche Verlängerung der in der kortikalen Zirkulation gemessenen Lebensdauer (= decay time) der Phosphoreszenz von Oxy-Phor R2 festzustellen. Die Lebensdauer steigt zunächst steil, dann flacher werdend über den gesamten Messzeitraum weiter an. Abb. 1b zeigt die über die Stern-Volmer Gleichung (mittels eines monoexponentiellen Fits) berechneten pO2-Werte.
• Abb. 13 : Tod des Versuchstieres. Die aus den decay-times der Abb. 12a berechnete Sauerstoffkonzentration der kortikalen Mikrozirkulation zeigt den komplementären Zeitverlauf: Wenige Sekunden nach der intravenösen Injektion von KCl fällt die Sauerstoffkonzentration in den kortikalen Blutgefäßen des Versuchstieres steil ab.
• Abb. 14: Temporäre Hypoxie. Die Beatmung des Tieres wurde nach 30s auf 100% N2 umgestellt. Einige Sekunden später ist ein deutlicher Anstieg der mit dem monoexponentiellen Fit berechneten decay-time zu beobachten. Dieser ergibt den deutlichen, hier dargestellten Abfall des pO2. Nach ca. 50s wurde die Beatmung wieder auf das vor der Hypoxie verwendete Gasgemisch (Raumluft, etwas mit O2 angereichert) zurückgestellt. Die decay-time sinkt wenige Sekunden später deutlich ab, der daraus berechnete pO2 steigt also deutlich an und erreicht Werte, die klar über den Ausgangswerten liegen, um dann langsam wieder abzufallen.
• Abb. 15: Temporäre Hyperoxie. Der pO2 des inspiratorischen Gasgemisches wurde bei t=30s geringfügig erhöht. Wenige Sekunden später zeigt die Messung der Phosphoreszenz einen Abfall der Lebensdauer, dieser entspricht dem hier gezeigten Anstieg des pO2.
• Abb. 16 : Vasomotionen (V-Signal). Spontane, langsame Oszillationen des Gefäßdurchmessers der zuführenden Arterien zu einem Gebiet der Mikrozirkulation im Kortex, sogenannte Vasomotionen (Mayhew 1996) führen zu Oszillationen des pO2. Die Frequenz beträgt normalerweise um 0.1 Hz, hier etwa 0.15 Hz.
• Abb. 17 : Einzelne Stimulation eines einzelnen Barthaares. Beispiel für die Veränderungen des pO2 während Single-Whisker Stimulation: Deutlich zu erkennen ist der etwa ein bis zwei Sekunden nach Stimulationsbeginn einsetzende Anstieg der Sauerstoffkonzentration, ein bis zwei Sekunden nach Ende der Stimulation fällt die Sauerstoffkonzentration wieder ab und erreicht wenige Sekunden später das Ausgangsniveau.
• Abb. 18 : Single-whisker Stimulationen, über alle Tiere gemittelte Kurve (n=6). Innerhalb jedes Tieres wurden Stimulationen und Baselines gemittelt und voneinander abgezogen, die so erhaltenen Kurven der sechs Tiere wurden gemittelt, insgesamt 222 Stimulationen an 6 Tieren. Die dargestellten Fehlerbalken geben den Standardfehler an. Die Veränderung der Sauerstoffkonzentration auf funktionelle Stimulation zeigt drei Phasen: initiale Antwort, Hyperoxygenierung und Undershoot.
• Abb. 19 : Whole-Pad-Stimulation, über alle Tiere gemittelte Kurve (n=3) Die Stimulationen sowie die Baselines der drei Tiere mit whole-pad Paradigma wurden jeweils gemittelt, für jedes Tier wurde die so erhaltene Baseline von der Stimulationskurve abgezogen, die drei so errechneten Kurven wurden wiederum gemittelt, insgesamt 146 Stimulationen an 3 Tieren. Die dargestellten Fehlerbalken sind Standardfehler.
• Abb. 20 : Annahmen für die Simulation der monoexponentiellen pO2-Berechnung Nach der Stern-Volmer-Gleichung wird aus diesen Werten (das Volumen bestimmt die Ausgangsintensität I0, der pO2 die Lebensdauer der Phosphoreszenzkurve) für jedes Kompartiment einzeln die zu erwartende Phosphoreszenzkurve berechnet, die drei Kurven werden addiert und die entstandene Kurve im Bereich von 100-480 μ s wie im für die Versuche verwendeten Computer-Programm monoexponentiell gefittet: IMessvolumen = IArterien + IKapillaren + IVenen
• Abb. 21 : pO2-Veränderung in den Kapillaren bei konstantem pO2 in Arterien und Venen Bei hohem pO2 in den Kapillaren fällt deren Phosphoreszenzkurve sehr steil ab, so dass nach 100 μ s (Beginn des Fits) das venöse Signal den Analysebereich dominiert. Ist der pO2 in den Kapillaren niedriger, so fällt die Kurve weniger steil ab und im Fit-Bereich setzt sich die Gesamtkurve aus der kapillären und venösen zusammen. Dies bewirkt, dass bei Sinken des pO2 in den Kapillaren (bei gleichbleibendem pO2 in den Venen) der mit dem monoexponentielle Fit berechnete pO2 steigt (Anschaulich gesprochen: Die Phosphoreszenzkurve der Kapillaren "rutscht", da sie bei sinkendem pO2 flacher wird, in den Fit-Bereich hinein.
• Abb. 22 : Zeitverlauf der Änderung der pO2-Verteilung unter neuronaler Aktivität. Berechnungen mit Hilfe eines multiexponentiellen Fits weisen aufgrund der schlechten SNR keine konstanten Ergebnisse bei Veränderungen der Parameter des Algorithmus auf. Dennoch zeigt der hier dargestellte Zeitverlauf der Veränderung der pO2-Verteilung während der Blutflussantwort, welche Perspektive diese Art der Analyse bietet: die x-Achse stellt die Zeit (t [s]), die y-Achse den pO2 (die Veränderung des pO2 auf Stimulation hin) dar, die z-Achse die Volumenänderung. Dargestellt ist eine einzelne Single-Whisker-Stimulation, die Stimulation beginnt bei t=4s. Wenig später ist zu erkennen, dass das Volumen derjenigen Anteile des Gefäßsystems, in denen ein hoher pO2 herrscht (etwa ab 55 mmHg) zunimmt, das Volumen derjenigen Anteile des Gefäßsystems mit niedrigem pO2 nimmt ab. Dies entspricht der erwarteten Veränderung bei erhöhtem Blutfluss und nur geringer Sauerstoffausschöpfung (zuvor schlecht oxygenierte Kapillaranteile sind dann besser oxygeniert, gleiches gilt für die Venen. Generell nimmt also der Anteil des schlecht oxygenierten Blutvolumens am Gesamtvolumen ab). Zu erkennen ist auch ein leichter Anstieg des schlechter oxygenierten Blutvolumens (ca. 15-30 mmHg, venöses Kompartiment (Vovenko 1999) nach Ende der Stimulation, eine Beobachtung, die mit den von Buxton (Buxton 1998, Balloon Model) bzw. Mandeville (Mandeville 1999, postarteriolar windkessel) vorgeschlagenen Modellen übereinstimmt.
• Abb. 24 : initiale Blutoxygenierungsantwort. In der Literatur besteht Uneinigkeit über den Verlauf der initialen Blutoxygenierungsantwort: Einige Autoren haben einen initialen Anstieg des deoxy-Hb gezeigt, andere nicht. Insgesamt ist unklar, unter welchen Bedingungen der "initial dip" zustande kommt. Alle Autoren zeigen übereinstimmend keinen initialen Abfall des oxy-Hb. Die verschiedenen in der Literatur beschriebenen Verläufe sind hier als gestrichelte bzw. durchgehende Linien dargestellt.
• Abb. 25 : undershoot. Ein ähnlich heterogenes Bild wie für die initiale Antwort ergibt sich für das Verhalten der Blutoxygenierung einige Sekunden nach Stimulationsende: Während bei einigen Tieren die Werte auf die vor der Stimulation gemessenen zurückfielen, unterschritten sie diese bei anderen Tieren deutlich und reproduzierbar. Diese Beobachtung zeigt sich nicht nur im Phosphorescence Quenching, sondern auch in der Imaging Spectroscopy (Lindauer 2001).