Meak, Pramol: Biochemische Charakterisierung von Pflanzen unterschiedlicher Nutzungsintensität zur Ableitung von Parametern für die Ermittlung des energetischen Futterwertes

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Kapitel 3. Material und Methoden

3.1 Material- und Datenbasis

Für die eigenen Untersuchungen wurden Pflanzenbestände genutzt, die in einem zeitlich vorher laufenden Projekt mit dem Titel “Prüfung und Bewertung von Methoden zur Schätzung des energetischen Futterwertes von Grünlandaufwüchsen bei unterschiedlicher Nutzungsintensität“ (KAISER, 1998) gewonnen worden waren.

Insgesamt 50 Bestandsproben aus den Jahren 1996-1998 wurden genutzt. Die Charakterisierung der Pflanzenbestände wie Bonitur, Flächendeckungsgrad, Ertragsanteil-schätzung und Wuchshöhe war ebenfalls im Rahmen des o. g. Projektes durchgeführt worden.

Mit 47 Bestandsproben waren in vivo-Verdaulichkeitsuntersuchungen durchgeführt und von allen Proben die Cellulase-Löslichkeit analysiert worden. Die getrockneten Kotproben aus den Verdauungsversuchen wurden für weitere Analysen zur Verfügung gestellt.

Folgende Daten standen für die eigenen Untersuchungen zur Verfügung:

  1. Alle Daten zur Beschreibung der Grünlandbestände
  2. Die in vivo-Verdaulichkeitswerte aus den Jahren 1996-1998 (1998 wurden die Versuche selbst ausgewertet)
  3. Ergebnisse der Cellulase-Untersuchung (ELOS- und EuLOS-Werte)
  4. Die Bezeichnung der Proben wurde für die eigenen Untersuchungen übernommen (Nutzungsart und Flächennummer).

3.2 Charakterisierung der Ausgangsbestände

Das für die Untersuchungen benutzte Pflanzenmaterial stammt aus Grünlandbeständen unterschiedlicher botanischer Zusammensetzung und verschiedener Nutzung.

Es handelt sich um 2 Flächen von je 1700 m2 Größe, die im Jahr 1990 mit unterschiedlichen Saatmischungen angesät worden waren (Flächen 5 und 6) bzw. um einen Bestand (Fläche 7) der z. T. als Weide genutzt wurde. Alle Bestände erhielten von der Ansaat an bis einschließlich 1995 eine NPK-Düngung und wurden in 2-Schnitt-Nutzung bearbeitet.

Zur Einordnung der eigenen Untersuchungen wurde die Charakterisierung der Bestände aus dem Abschlußbericht (KAISER, 1998) übernommen.

Standort und Pflanzenbestände

Die Grünlandbestände befinden sich in der Versuchsstation Blumberg der Humboldt-Universität zu Berlin, nördlich von Berlin im Landkreis Barnim gelegen. Der Standort ist folgendermaßen charakterisiert:

Bodenart:

lehmiger Sand bis sandiger Lehm

Bodenform:

Sand bis Salmtieflehm -Fahlerde z.T. Sand-Braunerde

Standorttyp:

D 3a

Höhe über N.N.:

79 m

Niederschlag:

572 mm, langjähriges Mittel (1966 - 95)

Lufttemperatur:

8,60 C langjähriges Mittel (1966 - 95)

Bei Versuchsbeginn wiesen alle Bestände eine relativ dichte Narbe und eine minimale Verunkrautung auf.


25

In Tabelle 8 ist eine Übersicht über die Ertragsanteile der Hauptbestandsbildner auf den einzelnen Flächen bei Versuchsbeginn zusammengestellt. Daraus ist ersichtlich, daß auf den Flächen Unterschiede sowohl hinsichtlich der vorhandenen Grasarten als auch des Leguminosenanteils gegeben waren. Auf allen Flächen waren auch vereinzelt Kräuter vorhanden, z.B. Schafgarbe, Löwenzahn, Ackerkratzdistel u.a., deren Anteil bei Versuchsbeginn noch sehr gering war und nicht ertragswirksam wurde.

Tabelle 8: Ertragsanteil (%) der Hauptbestandsbildner zu Beginn des Versuchsprogramms im Frühjahr 1996

Pflanzenart

Fläche

 

5

6

7

Wiesenlieschgras

 

80

 

Rohrschwingel

 

 

> 99

Wiesenrispe

85

5

 

Deutsches Weidelgras

 

5

 

Weißklee

10

7

 

Glatthafer

 

3

 

andere Arten

5

 

 

Nutzungsvarianten

Jeder Bestand wurde zum Beginn der Untersuchungen 1996 in jeweils 3 gleich große Parzellen unterteilt. Die Parzellen wurden unterschiedlichen Nutzungsarten ausgesetzt. Dabei sind die 3 Nutzungsvarianten wie folgt definiert:

Variante A: Qualitätsorientierte Nutzung
3 - 4 Schnitte, Nutzungsbeginn bei einer Wuchshöhe von 20-25 cm,
Folgeschnitte nach Entwicklungsstand, Düngung mit mineralischem
Stickstoff, 50 kg N/ha zu jedem Schnitt, PK-Grunddüngung

Variante B: Qualitätsorientierte Nutzung ohne N-Düngung
3 - 4 Schnitte, Nutzungsbeginn und Folgenutzung wie bei Variante A,
Keine N-Düngung, PK-Grunddüngung

Variante C: Naturschutzorientierte Nutzung, verspäteter Nutzungsbeginn (als extensive Nutzung bezeichnet)
2 Schnitte, erster Schnitt nach dem 1. Juli, 2. Schnitt im Spätsommer,
keine N-Düngung, PK-Grunddüngung

Für die eigenen Untersuchungen wurden jeweils nur die Pflanzenbestände der ersten und zweiten Schnitte genutzt.

Innerhalb jeder Parzelle waren 3 bzw. 4 Dauerbeobachtungsflächen von ca. 1 m2 markiert, die über den gesamten Versuchszeitraum auf der gleichen Stelle verblieben. Diese Flächen wurden zur Bonitur genutzt. Zur Bonitur wurden Flächendeckungsgrad, Ertragsanteil und Wuchshöhe ermittelt.

Die Bonitur der Pflanzenbestände erfolgte jeweils max. eine Woche vor dem Erntetermin. Im ersten Versuchsjahr (1996) erfolgte die Bonitur zu jedem Nutzungstermin. In den Jahren 1997 und 1998 wurde darüber hinaus eine Bonitur zum Ende und Beginn der Vegetationsperiode vorgenommen. Folgende Einteilung zum Entwicklungsstadium wurde vorgenommen:


26

0

Oberster Halmknoten < 10 cm hoch

I

Oberster Halmknoten befindet sich etwa 10 cm über dem Erdboden

II

Die Basis der Blütenstandanlage befindet sich auf etwa 2/3 der Halmlänge, wobei als Halmlänge der Abstand zwischen Erdboden und dem Ansatzpunkt der obersten Blattspreite zu betrachten ist.

III

Ähren/Rispenspitzen (Blütenstand tritt 1-2 cm aus der Blattscheide)

IV

Ähren bzw. Rispen voll ausgeschoben

V

Blüte; Staubgefäße sichtbar

VI

Ende Blüte; Staubgefäße leer, vertrocknet oder abgefallen; die Halme sind noch grün.

VII

Gelbreife; Halme vergilben

Im Rahmen des vorgeschalteten Forschungsvorhabens wurden von jeder Fläche Bodenproben entnommen und auf Mineralstoffe hin untersucht, um die Vorsorgung der Pflanzen mit NPK abschätzen zu können.

Mit Hilfe eines gegitterten Quadratrahmens (ca. 1 m2, bestehend aus 100 Teilen) wurde der Flächendeckungsgrad ermittelt. Auf jeder Parzelle wurde der Flächendeckungsgrad dreifach (Fläche 5 und 6) bzw. vierfach (Fläche 7) bestimmt. Dabei wurden die Anteile von Lücken, Leguminosen, Gräsern und Kräutern gezählt und dann die einzelnen Pflanzenarten bestimmt bzw. deren Anteil geschätzt.

Die Wuchshöhe wurde mit dem Zollstock gemessen. Als Wuchshöhe galt der Abstand zwischen dem Erdboden und den Triebspitzen der aufrecht stehenden Halme.

Der Trockenmasseertrag wurde durch dreifache (Fläche 5, 6) bzw. vierfache (Fläche 7) Erfassung des Erntegutes auf Flächen von je 20 m2 durch Wägung und anschließender Trocknung bestimmt..

3.3 Gewinnung und Aufbereitung des Probenmaterials

Alle beschriebenen Methoden beziehen sich auf die eigenen Untersuchungen.

3.3.1 Pflanzenbestände

Das zur Verfügung gestellte Probenmaterial war sofort nach der Ernte auf ca. 4 cm Länge gehäckselt und gemischt worden. Anschließend wurde das gehäckselte Material portioniert, bei ca. 0,8 bar evakuiert und eingefroren. Für die eigenen Untersuchungen wurden die gefrorenen Proben gefriergetrocknet und auf 1 mm Siebgröße gemahlen (Retsch SM 2000).

3.3.2 Einzelpflanzen

Zur näheren Charakterisierung der Bestände wurden in den Jahren 1997 und 1998 die Hauptbestandsbildner der Bestände gewonnen. Zwei bis fünf verschiedene Pflanzenarten (jede Art ca. 300-500 g Frischmasse) wurden aus verschiedenen Stellen aussortiert. Da die Pflanzen zur Ernte z. T. unterschiedliche Reifegrade hatten, bemühten wir uns repräsentative Proben zu gewinnen. Diese Einzelpflanzen wurden dann in Plastiktüten bei einem Vakuum von ca. 0,8 bar evakuiert, zugeschweißt und anschließend bei -230 C eingefrostet, danach wurden sie gefriergetrocknet. Nach dem Trocknen erfolgte das Mahlen der Proben auf 1 mm Siebgröße.


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3.3.3 Aufbereitung der Kotproben für die Analytik

Die aus den Verdauungsversuchen zur Verfügung gestellten getrockneten Kotproben wurden für die Faseranalytik folgendermaßen aufgearbeitet: Aus den Kotproben der 4 Versuchstiere je Gruppe wurde eine Mischprobe erstellt, indem Aliquote der angefallenen Kotmengen gemischt wurden (in der Regel 10 % der Kot-TS-Menge). In dieser Mischprobe erfolgte die Bestimmung der Faserbestandteile Neutral-Detergentien-Faser (NDF), Säure-Detergentien-Faser (ADF) und -Lignin (ADL) zur Berechnung der in vivo-Verdaulichkeit.

3.4 Chemische Untersuchungen

Die chemischen Untersuchungen wurden für alle Bestandsproben und die Einzelpflanzen durchgeführt. Aus Kapazitätsgründen konnten die Hemicellulosemonomere und phenolischen Säuren nicht für alle Einzelpflanzen bestimmt werden.

3.4.1 Weender Rohnährstoffanalytik

Bei der Weender-Analytik wurden folgende Fraktionen bestimmt: Trockensubstanz (TS, DM), Rohasche (Ra, XA), Rohprotein (RPr, XP), Rohfett (RFe, XL) und Rohfaser (RFa, XF). Die Bestimmung erfolgte entsprechend dem Methodenbuch III (NAUMANN und BASSLER, 1976, neue Auflagen 1997).

Zur Rohfettbestimmung wurden die Proben vor der Extraktion einem HCl-Aufschluß unterzogen.

3.4.2 Bestimmung der Faser- und Zellwandbestandteile

NDF, ADF, ADL wurden nach Methodenbuch III (NAUMANN und BASSLER, 1976, neue Auflagen 1997) bestimmt.

3.4.2.1 Bestimmung von Xylose, Arabinose und des säurelöslichen Lignins

Die Proben wurden fein gemahlen 0,8 mm Siebdurchgang und etwa 200 mg, auf 1 mg genau, in ein Hydrolysegefäße eingewogen, mit 2 ml 72 %iger Schwefelsäure (genau, titriert) versetzt und intensiv verrührt. Die Probe darf sich dabei nicht erwärmen. Zur Vorhydrolyse wurden die Proben 1h bei 30°C im Wasserbad inkubiert. Nach 30 min. wurden die Proben nochmals gut umgerührt.. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 6 ml Wasser unterbrochen. Anschließend wurde der Ansatz mit 50 ml Wasser in einen 100 ml Messkolben überspült. Der Messkolben wurde lose verschlossen. Die Nachhydrolyse erfolgte über 40 min bei 120°C im Autoklaven.

Nach dem Abkühlen wurde der Messkolben bis zur Marke aufgefüllt und gut umgeschüttelt. Der Rückstand wurde über eine G3-Fritte abfiltriert, säurefrei gewaschen und bei 105°C im Trockenschrank getrocknet . Wenn der Rückstand ein schwarzes Aussehen hat, sollte man die Hydrolyse wiederholen. Die Menge des Rückstandes wurde erfasst (Hydrolyserückstand).

Die Analyse von Xylose und Arabinose erfolgte aus dem Filtrat mittels HPLC.


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Borat-HPLC-Anlage:

 

Geräte:

UV-VIS-Detektor 332 von Kontron, 560 nm

 

Pumpen 422 von Kontron

 

Pumpe A: 0,3 M Kaliumtetraboratpuffer

 

Pumpe B: 0,9 M Kaliumtetraboratpuffer

 

Pumpe C: Kupfer-2,2-bicinchoninat-Reagenz (BCA)

 

Probengeber 465 von Kontron

Säule:

18 x 0,7 cm

 

Material: Anionenaustauscher, Partikelgrösse 7µm

 

Säulentemperatur: 60 °C

Linearer Gradient:

Hochdruckgradientensystem

 

pH-Wert: 9,2

 

0,7 ml / Min.

Zeit in Minute

% A

% B

% A = 0,3 M Kaliumtetraboratpuffer

0

90

10

pH 8,86

35

10

90

% B = 0,9 Kaliumtetraboratpuffer

47 (Ende)

 

 

pH 9,45

Vorgang:

Ein bestimmtes Probenvolumen wird auf die Trennsäule gegeben. Die Trennsäule ist ein starker Anionenaustauscher (Kaliumtetraborat). Die Probe bzw. der reduzierbare Zucker gerät mit der Säule und der mobilen Phase in Wechselwirkung und es entsteht ein negativ geladener Boratkomplex. Je nach Eigenschaft dieses negativen Boratkomplexes kommt es zu einem unterschiedlichen Verhalten zur Säule und so zu einer Trennung der einzelnen Substanzen. Dieser Komplex wird hinter der Säule mit dem BCA, in einem 30 m langen Käul bei 105 °C, vermischt. Es entsteht eine Farbreaktion durch die Reduktion des Zuckers. Die Intensität der Farbreaktion ist proportional zur Konzentration der Probe. Der Nachweis erfolgt bei 560 nm.

Ebenfalls aus dem Filtrat wurde das säurelösliche Lignin bestimmt. Dazu wurden 6 ml Wasser und 500 µl Probe gemischt und die Extinktion im Spectralphotometer “UVIKON 931“ gemessen (Wellenlänge: 205 nm). Die Berechnung des Lignins erfolgte nach folgender Gleichung unter Verwendung einer Standardlösung:

säure lösliche Lignin% = [Ext. x Verdünnungsfaktor (13) x 100] /

(Einwaage x 10 x 110)

Einwaage: in g/kg TS; Ext: Extinktion


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3.4.2.2 Phenolische Säuren (p-Cumarsäure und Ferulasäure)

Es wurde etwa 40,0 mg der zu untersuchenden Probe in Eppendorfgefäße eingewogen und parallel dazu der Feuchtgehalt der Probe ermittelt. Nach Zugabe von 1,0 ml 0,4 M Natronlauge-Lösung wurde die Probe 20 Stunden lang bei 40°C geschüttelt und anschließend mit 0,2 ml 2 M Salzsäure-Lösung neutralisiert. Die Probe wurde zentrifugiert und vom Überstand 0,8 ml zur weiteren Verwendung entnommen.

Der Überstand wurde mit Hilfe von vorbehandelten Kieselgel-Kartuschen gereinigt. Bei diesem Vorgang wurden die wasserlöslichen Substanzen aus der Probe gewaschen. Die wasserunlöslichen Substanzen, wie p-Cumarsäure (pCA) und Ferulasäure (FA) wurden anschließend durch Methanol eluiert. Diese methanolische Phase wurde am Rotations-verdampfer bei 40°C bis zur Trockene eingeengt. Der Rückstand wurde mit 1,0 ml Methanol aufgenommen, die Probe mit Hilfe eines 0,2 µm Spritzenfilters gereinigt und in Klamperflaschen für die Reversed-Phase-HPLC gefüllt.

Gehaltsbestimmung mit Hilfe der Reversed-Phase-HPLC

Geräte:

Degaser von der Firma Thermo Separation Products

 

HPLC-Pumpe 422S von Kontron Instruments (KI)

 

HPLC Gradient Former 425 von KI

 

HPLC 360 Autosampler von KI

 

Säulenofen von spark holland

 

Diodenarraydetektor von KI

Säule:

Trennsäule: Li Chrospher 100 RP-18, 5µm, 250x4 mm, von Merck

 

Vorsäule: RP-18, 5µm, 30x4mm, von Macherey-Nagel

Temperatur:

60°C

Fluß:

1,0 ml/min

Eluenten:

A: 0.003M Phosphorsäure-Lösung

B:

Acetonitril

Gradient:

Zeit in min

% Eluent A

% Eluent B

0,00

90

10

24,00

30

70

25,00

30

70

25,10

0

100

27,00

0

100

27,10

90

10

34,90

90

10

Zeit: 35,00 Minuten

Wellenlängen: p-Cumarsäure: 312 nm Ferulasäure: 325 nm


30

3.5 In vitro-Untersuchungen

Als Vergleichsuntersuchungen für die in vivo-Untersuchung und die chemische Charakterisierung wurden folgende in vitro Verfahren durchgeführt:

Nylonbeuteltechnik (Pflanzenbestände) und Hohenheimer Futterwerttest-HFT (Pflanzen-bestände und Einzelpflanzen).

3.5.1 Nylonbeuteltechnik

Die Nylonbeutelversuche wurden in der Tierversuchsstation des Instituts für Nutztier-wissenschaften in Berlin-Dahlem durchgeführt. Für die Versuche stand 1 Kuh mit Pansenfistel zur Verfügung.

Das Versuchstier wurde 2 x täglich, ca. 7.30 - 8.00 Uhr und 16.30 - 17.00 Uhr im Erhaltungsbedarf gefüttert. Als Futtermittel standen Heu und Wasser ad libitum und ca. 1 kg Kraftfutter zur Verfügung.

Die Nylonbeuteleingabe erfolgte unmittelbar vor der Fütterung. Pro Ansatz wurden 12 - 15 Nylonbeutel in den Pansen gegeben. Die Beutelgröße betrug 10 cm x 12 cm (Nylonfaser: 0,41 µm Porengröße), und die Einwaage pro Beutel lag bei ca. 3,5 g (29,2 mg/cm2).

Die Inkubationszeit betrug 24 Stunden. Es wurden in der Regel 3 Ansätze pro Woche durchgeführt.

Die vorbereiteten Beutel wurden vor der Eingabe in den Pansen kurz in lauwarmes Wasser getaucht, um eine vollständige Benetzung zu erreichen. Die Beutel befanden sich an einem Schnurring, der mit einem Massestück versehen war.

Nach der Entnahme aus dem Pansen wurden die Beutel in einen Wassereimer mit kaltem Wasser verbracht. Nach kurzem Abspülen wurden die Beutel 4 x 5 min. mit kaltem Wasser gewaschen (Rührwerk). Anschließend erfolgte die Trocknung über 24 Stunden bei 60 °C im Umwälztrockenschrank.

Bei der Bestimmung der 0-Werte wurden die vorbereiteten Beutel in einem Wassereimer mit kaltem Wasser 4 x 5 min. gewaschen (Rührwerk). Anschließend wurden die Beutel 24 Stunden bei 60°C im Umwälztrockenschrank getrocknet.

3.5.2 HFT (Hohenheimer Futterwerttest)

Alle Grünfutterproben und die Einzelpflanzen wurden im HFT-Gastest untersucht.

Entsprechen der von STEINGASS und MENKE (1986) entwickelten Methode erfolgten die Bestimmungen in 6-facher Wiederholung, wobei je 3 Messungen an 2 verschiedenen Tagen durchgeführt wurden. Für die Pansensaftgewinnung standen 3 Schafe mit Pansenfistel zur Verfügung. Pansensaftentnahme erfolgte 2 x wöchentlich vor der Morgenfütterung.

Um die Abbaudynamik für alle Proben erfassen zu können, wurde die Gasbildung mittels HFT als Zeitverlauf bestimmt, dazu wurde die Gasbildung nach 4, 8, 12 und 24 Stunden abgelesen.

Die Inhalte der Probenkolber wurden nach 24 Stunden Inkubation quantitativ in eine 250 ml Plasteflasche überführt, um die unlöslichen Reste nach HFT-Inkubation zu bestimmen. Je Ansatz wurden die 3 Proben eines Futtermittels zusammengefasst. Diese Proben wurden auf je 2 100 ml Zentrifügengläser quantitativ verteilt. Der Überstand mit einem Teil der Bakterienschicht wurde abgegossen. Der Niederschlag wurde in der Tiefkühltruhe eingefroren. Der Niederschlag wurde quantitativ in eine vorgeglühte, mit Sand versehene und gewogene Fritte (Tecator) überführt. Diese Proben wurden 1 Stunde mit NDF-Lösung (Tecator-Gerät) behandelt. Nach der Vortrocknung mittels Aceton wurden die Proben unter


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laufendem Abzug ausgedünstet und anschließemd über Nacht im Trockenschrank bei 100°C getrocknet. Nach der Masseermittlung wurden die Proben 3 Stunden bei 500°C verascht und nach dem Abkühlen zurückgewogen.

3.6 Berechnungen und statistische Methoden

Für die Prüfung von Methoden zur Schätzung des energetischen Futterwertes wurden die Schätzgleichungen für Grünfutter herangezogen, die vom Ausschuss für Bedarfsnormen der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie (GfE, 1998) empfohlenen sind: Basis Rohnährstoffgehalt, Cellulase-Methode und HFT.

Formel (XF)

Frischgras, 1. Aufwuchs:

ME = 14,06 - 0,01370 XF - 0,0098 XA
+ 0,00483 XP

Frischgras, Folgeaufwüchse:

ME = 12,47 - 0,00686 XF - 0,01335 XA
+ 0,00388 XP

ME in MJ/kg TS; Rohnährstoffe (XA, XP, XF) in g/kg TS; ME: Umsetzbare Energie; XA: Rohasche; XP: Rohprotein; XF: Rohfaser; (GfE, 1998).

Auf der Basis der Rohnährstoffgehalte und Gasbildung des HFT wurde ebenfalls die umsetzbare Energie (ME, MJ/kg TS) der Einzelpflanzen geprüft.

Formel (HFT)

Frischgras: ME = 1,12

+ 0,4348 * XL - 0,0002915 * XL * XA

+ 0,000278 * XL * XP - 0,003997 * XL * XL

- 0,003699 * Gb * XL + 0,001898 * Gb * Gb

ME in MJ/Kg TS; ME: Umsetzbare Energie; Rohnährstoffe (XA, XP, XL) in g/Kg TS; XA: Rohasche; XP: Rohprotein; XL: Rohfett; Gasbildung (Gb) in ml/200 mg TS; (GfE, 1998).

Formel (ELOS)

Frischgras: ME = - 6,10

+ 0,03629 * ELOS + 0,001563 * XL * XF

- 0,00005234 * ELOS * XF - 0,00054 * ELOS * XL

ME in MJ/kg TS; ME: Umsetzbare Energie; Rohnährstoffe (XL, XF); XL: Rohfett; XF: Rohfaser; ELOS: Enzymlösbare Organische Substanz in g/kg TS; (GfE, 1998).

Zusätzlich wurde die Gleichung auf der Basis enzymunlösbarer organischen Substanz (EuLOS) (WEISSBACH et al., 1996 und 1999) bei der Prüfung berücksichtigt.


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Formel (EuLOS96)

Gras und Graskonzentrate: ME = 13,96

- 0,0147 XA - 0,0108 EuLOS + 0,00234 XP

Formel (EuLOS99)

Gras und Graskonzentrate: ME = 13,98

- 0,0147 * XA - 0,0102 * EuLOS

- 0,00000254 * EuLOS * EuLOS + 0,00234 * XP

ME in MJ/kg TS; ME: Umsetzbare Energie; Rohnährstoffe (XA, XP) in g/kg TS; XA: Rohasche; XP: Rohprotein; EuLOS: Enzymunlösbare organische Substanz in g/kg TS.

Statistische Untersuchungen:

1. Maß für die Schätzgenauigkeit

Der Zusammenhang zwischen dem Schätzwert und dem in vivo ermittelten Wert des Energiegehaltes wird durch das Bestimmtheitsmaß (R2) charakterisiert. Als Maß für die Schätzgenauigkeit wird der Standardfehler (Sy.x) sowie die Differenz (d) zwischen dem Schätzwert (SW) und dem in vivo-Meßwert (MW) für die Energiekonzentration herangezogen.

Korrelation zwischen Faser- bzw. Zellwandbestandteilen oder in vitro-Parametern zur umsetzbaren Energie bzw. Verdaulichkeit der organischen Substanz wurden ermittelt. Dazu wurden lineare und nichtlineare (nur bei einfacher Regression) Regressionsgleichungen berechnet und hierfür das Programm SPSS 10.0 für Windows benutzt.

Regressionsgleichung:

einfache lineare Regression: y = b0 + b1x
einfache nichtlineare Regression: y = b0 + b1x + b2

multiple lineare Regression:
y = b0 + b1x1 + b2x2 + ------ + bnxn

2. Varianzanalyse-Modelle

Die Ergebnisse wurden nach den varianzanalytischen Verfahren (Programm-SPSS, Version 9.0) ausgewertet. Zwei- bzw. dreifaktorielle Modelle mit 2 Prüffaktoren (Wechselwirkungen) der Varianzanalyse wurden angewendet.

Zur Prüfung auf Signifikanz der Mittelwertdifferenzen wurde der LSD (Least Significant Differences)-Test eingesetzt.

Pflanzenbestände:

Dreifaktorielle Varianzanalyse:

Xij = µ + alphai + betaj + deltak + (omega)ij k

alphai = Effekt des i-ten Jahres

betaj = Effekt der j-ten Fläche

deltak = Effekt der k-ten Nutzung

(omega)ij k = Wechselwirkungseffekt


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Einzelpflanzen:

Zweifaktorielle Varianzanalyse:

Xij = µ + alphai + betaj + (omega)ij

alphai = Effekt der i-ten Pflanzenart

betaj = Effekt der j-ten Nutzung

(omega)ij = Wechselwirkungseffekt

Dreifaktorielle Varianzanalyse:

Xij = µ + alphai + betaj + deltak + (omega)ij k

alphai = Effekt der i-ten Pflanzenart

betaj = Effekt des j-ten Jahres

deltak = Effekt der k-ten Nutzung

(omega)ij k = Wechselwirkungseffekt


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