Buchholz, Alexander: “Zirkulierende Thrombozyten im Rahmen der intraarteriellen digitalen Subtraktionsangiographie und der perkutanen transluminalen Angioplastie: Durchflußzytometrische Bestimmung der Aktivierung ex vivo und in vitro“

Aus der Abteilung für Innere Medizin
des Evangelischen Krankenhauses Königin Elisabeth,
Akademisches Lehrkrankenhaus der Humboldt-Universität zu Berlin
Direktor Prof. Dr. med. K.-L. Schulte


Dissertation
“Zirkulierende Thrombozyten im Rahmen der intraarteriellen digitalen
Subtraktionsangiographie und der perkutanen transluminalen Angioplastie:
Durchflußzytometrische Bestimmung der
Aktivierung ex vivo und in vitro“

zur Erlangung des akademischen Grades
doctor medicinae
[Dr. med.]

vorgelegt der Medizinischen Fakultät
der Humboldt-Universität zu Berlin

von Herrn Alexander Buchholz ,
geb. am 29.12.1970 in Staaken

Dekan: Prof. Dr. med. M. Dietel

Gutachter:
Prof. Dr. med. H.-D. Volk
Prof. Dr. med. L. Röcker
Prof. Dr. med. K.-L. Schulte

eingereicht: im September 1998

Datum der Promotion: 13.09.1999

Abstract

Platelet activation plays a crucial role in the pathogenesis of artherosclerosis. Circulating activated platelets are thought to trigger thrombotic events in patients with instable angina pectoris, myocardial infarction and transient ischaemic attacks as well as after coronary angioplasty and surgery.

We studied the effect of peripheral arterial disease (PAD) on activation of circulating thrombocytes and evaluated the influence on platelet activation of intraarterial digital subtraction angiography (DSA) and percutaneous transluminal angioplasty (PTA) in the area of the lower extremities.

Our study included sixteen control subjects with PAD, twenty-five healthy control subjects and thirty-six patients, fourteen of whom were undergoing DSA, twelve were undergoing PTA and ten we examined during both interventions. Blood samples were obtained from a peripheral vein or from the arterial and venous catheter introducer before and directly and four ours after the procedures. To characterize platelet activation, the expression of activation-dependent platelet antigens (CD62 and CD63) was measured using flow cytometry. Platelet sensibility was analysed by an additional in-vitro-activation.

Four hours after DSA, we observed a decrease in activation and an increase in sensibility of thrombocytes in both arterial and venous circulation (p < 0.02), most likely due the contrast medium (CM). We assume, that the relative decrease of platelet activation is caused by a reduced life-time. The relative number of activated thrombocytes decreased in both arterial and venous circulation (p < 0.02) four hours after PTA. Furthermore, we observed reduced amounts of activated platelets in the arterial circulation (p = 0.021) immediately after PTA, in correlation with increased times of dilatation and larger ballon-catheters (p < 0.03). This could be explained by slight migration or shortened life-time of activated thrombocytes.
The amount of CM and heparin did not have a pronounced effect. The influence of both interventions on the platelet features and functions seemed to attenuate in the four postinterventional hours.

Our results show that angioplasty in peripheral vessels causes activation and presumably slight migration or reduced life-time of circulating thrombocytes immediately and four hours after PTA. We postulate that this is mainly induced by dilatation. DSA was also found to be associated with platelet activation, sensibilisation and presumptive minor migration or shortened life-time of circulating platelets.

More activated and sensitized thrombocytes circulated in patients with PAD (clinical stage II according to Fontaine) with cardiovascular risk-factors compared to healthy control subjects (p = 0.001). This supports our assumption that preactivated platelets are particularly involved in activation, sensitizing and migration processes or affected by a reduced life-time.

Zusammenfassung

Die Thrombozytenaktivierung ist von zentraler Bedeutung für die Pathogenese der Arteriosklerose und wird bei Patienten mit instabiler Angina pectoris, Myokardinfarkt und TIA sowie nach koronarangioplastischen und operativen Eingriffen als Verursacher okklusiver vaskulärer Ereignisse in Betracht gezogen.

Wir gingen der Frage nach, ob ein Zusammenhang zwischen peripherer arterieller Verschlußkrankheit (PAVK) und der Aktivierung zirkulierender Thrombozyten besteht und ob die intraarterielle digitale Subtraktionsangiographie (DSA) sowie die perkutane transluminale Angioplastie (PTA) im Bereich der unteren Extremitäten die Aktivierung zirkulierender Plättchen beeinflussen.

Unsere Studie schloß 16 Kontrollprobanden mit PAVK, 25 gesunde Kontrollprobanden und 36 Patienten ein, von denen 14 einer DSA, 12 einer PTA und 10 beiden Eingriffen unterzogen wurden. Wir entnahmen Blutproben aus einer peripheren Vene oder aus Einführungsbestecken in der Arteria und Vena femoralis vor, direkt nach und 4 h nach den Interventionen. Die Plättchenaktivierung wurde anhand durchflußzytometrischer Messungen der Expression aktivierungsspezifischer Antigene (CD62 und CD63) bestimmt, die Sensibilität der Thrombozyten analysierten wir mittels einer zusätzlichen in-vitro-Aktivierung.

Wir beobachteten 4 h nach der DSA einen Abfall der Aktivierung und eine erhöhte Sensibilität von Plättchen im arteriellen und venösen Strombereich (p < 0,02). Wir sehen diese Wirkungen als Kontrastmittel(KM)-induziert an und führen die Abnahme der Relativzahl aktivierter Thrombozyten hauptsächlich auf ihre verkürzte Lebensdauer zurück. 4 h nach der PTA kam es arteriell und venös zu einem Abfall der Relativzahl aktivierter Thrombozyten (p < 0,02). Weiterhin beobachteten wir unmittelbar nach der PTA eine Verringerung des prozentualen Anteils aktivierter Plättchen in der arteriellen Zirkulation (p = 0,021) in Korrelation mit zunehmenden Dilatationszeiten und Ballonlängen (p < 0,03). Diese Beobachtungen führen wir auf eine geringe Anlagerung bzw. reduzierte Lebensdauer aktivierter Thrombozyten zurück. Von geringer quantitativer Bedeutung waren Einflüsse des Heparins und KM. Die Wirkung der DSA und PTA auf die Thrombozytenfunktionen schien sich in den 4 postinterventionellen Stunden abzuschwächen.

Unsere Ergebnisse zeigen, daß die Angioplastie in peripheren Gefäßen eine Aktivierung und vermutlich geringe Anlagerung bzw. verkürzte Lebensdauer zirkulierender Plättchen unmittelbar nach der PTA und 4 Stunden später verursacht. Diese Prozesse führen wir in erster Linie auf Endothelläsionen als Folge der Dilatation zurück. Die DSA führt 4 h nach dem Eingriff zu einer Aktivierung, Sensibilisierung und in wahrscheinlich sehr geringem Umfang zu einer Anlagerung bzw. verringerten Lebensdauer der Plättchen.

PAVK-Patienten im Stadium II nach Fontaine mit kardiovaskulären Risikofaktoren wiesen im Vergleich zu gesunden Probanden eine höhere Relativzahl aktivierter und sensibilisierter Plättchen auf (p = 0,0001). Deshalb vermuten wir, daß präinterventionell aktivierte Plättchen besonders in die Prozesse Aktivierung, Sensibilisierung und Anlagerung involviert bzw. von einer verkürzten Lebensdauer betroffen sind.

Keywords:
platelet activation, peripheral arterial disease, percutaneous transluminal angioplasty, digital subtraction angiography, flow cytometry

Schlagwörter:
Thrombozytenaktivierung, periphere arterielle Verschlußkrankheit, perkutane transluminale Angioplastie, digitale Subtraktionsangiographie, Durchflußzytometrie


Seiten: [1] [2] [3] [4] [5] [6] [7] [8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] [15] [16] [17] [18] [19] [20] [21] [22] [23] [24] [25] [26] [27] [28] [29] [30] [31] [32] [33] [34] [35] [36] [37] [38] [39] [40] [41] [42] [43] [44] [45] [46] [47] [48] [49] [50] [51] [52] [53] [54] [55] [56] [57] [58] [59] [60] [61] [62] [63] [64] [65] [66] [67] [68] [69] [70] [71] [72] [73] [74] [75] [76] [77] [78] [79] [80] [81] [82] [83]

Inhaltsverzeichnis

Titelseite“Zirkulierende Thrombozyten im Rahmen der intraarteriellen digitalen Subtraktionsangiographie und der perkutanen transluminalen Angioplastie: Durchflußzytometrische Bestimmung der Aktivierung ex vivo und in vitro“
Widmung
Abkürzungsverzeichnis Abkürzungsverzeichnis<1>
1 Einleitung
1.1. PAVK
1.1.1.Definition
1.1.2.Diagnostik
1.1.3.Therapie
1.2.Bedeutung der Thrombozyten
1.2.1.Pathogenese der Arteriosklerose
1.2.2.Aktivierung der Thrombozyten
1.2.3.Klinische Relevanz
2 Fragestellung
3 Patienten und Methoden
3.1.Zusammensetzung der Gruppen
3.2.Eigenschaften der Gruppen
3.3.Methode der Blutentnahme und Aufbereitung der Proben
3.3.1.Abnahme der Proben
3.3.2.Aufbereitung der Proben
3.3.2.1.Verwendete Antikörper und Chemikalien
3.3.2.2.Fixierung der nativen Thrombozyten
3.3.2.3.In-vitro-Aktivierung und Fixierung der Thrombozyten
3.3.2.4.Immunmarkierung der Thrombozyten
3.4.Meßmethode
3.4.1.Aufbau und Funktionsweise des Meßgerätes
3.4.2.Voreinstellungen des Gerätes
3.4.3.Gating der Thrombozytenpopulation
3.4.4.Messung mit FITC -markierten Antikörpern
3.5.Reproduzierbarkeit der Ergebnisse
3.6.Statistik
3.6.1.Voraussetzungen
3.6.2.Vergleiche zwischen den Gruppen
3.6.3.Vergleiche innerhalb der Gruppen
3.6.4.Vergleiche zwischen den Interventionen
3.6.5.Bivariate Korrelation nach Spearman
4 Ergebnisse
4.1.Vergleiche mit den Kontrollgruppen
4.1.1.Vergleich zwischen den Gruppen KG 1 und KG2
4.1.1.1.Nativ
4.1.1.2.Aktiviert
4.1.2.Vergleich der Gruppe KG 1 mit den Gruppen KM und PTA
4.1.2.1.Vergleich zwischen den Gruppen KG1 und KM
4.1.2.2.Vergleich zwischen den Gruppen KG1 und PTA
4.2.Vergleiche innerhalb der Gruppen KM und PTA
4.2.1.Vergleich der 3 Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM
4.2.1.1.Nativ arteriell
4.2.1.2.Nativ venös
4.2.1.3.Aktiviert arteriell
4.2.1.4.Aktiviert venös
4.2.2.Vergleich der 3 Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA
4.2.2.1.Nativ arteriell
4.2.2.2.Nativ venös
4.2.2.3.Aktiviert arteriell
4.2.2.4.Aktiviert venös
4.2.3.Vergleich der arteriellen mit den venösen Werten in der Gruppe KM
4.2.4.Vergleich der arteriellen mit den venösen Werten in der Gruppe PTA
4.3.Vergleich der Gruppe KM mit der Gruppe PTA
4.3.1.Vergleich der relativen prozentualen vor-nach-Differenzen
4.3.1.1.Nativ arteriell
4.3.1.2.Nativ venös
4.3.2.Vergleich der relativen prozentualen vor-, und 4h-nach-Differenzen
4.3.2.1.Nativ arteriell
4.3.2.2.Nativ venös
4.4.Einflüsse auf die Gruppen KM und PTA
4.4.1.Einflüsse auf die relativen prozentualen vor-nach-Differenzen der Gruppe KM
4.4.1.1.Einfluß der KM-Menge
4.4.1.2.Einfluß der Heparinmenge
4.4.2.Einflüsse auf die relativen prozentualen vor-, und 4h-nach-Differenzen der Gruppe KM
4.4.2.1.Einfluß der KM-Menge
4.4.2.2.Einfluß der Heparinmenge
4.4.3.Einflüsse auf die relativen prozentualen vor-nach-Differenzen der Gruppe PTA
4.4.3.1.Einfluß der KM-Menge
4.4.3.2.Einfluß der Dilatation
4.4.3.3.Einfluß der Heparinmenge
4.4.4.Einflüsse auf die relativen prozentualen vor-, und 4h-nach-Differenzen der Gruppe PTA
4.4.4.1.Einfluß der KM -Menge
4.4.4.2.Einfluß der Dilatation
4.4.4.3.Einfluß der Heparinmenge
5 Diskussion
5.1.Vergleiche mit den Kontrollgruppen
5.1.1.Vergleich zwischen den Gruppen KG 1 und KG2
5.1.1.1.Alter der Patienten
5.1.1.2.ASS-Einfluß
5.1.1.3.Lipoproteine
5.1.1.4.Nikotinabusus
5.1.1.5.Diabetes mellitus
5.1.2.Vergleich der Gruppe KG1 mit den Gruppen KM und PTA
5.2.Vergleiche innerhalb der Gruppen KM und PTA
5.2.1.Vergleich der 3 Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM
5.2.2.Vergleich der 3 Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA
5.2.3.Vergleich der arteriellen mit den venösen Werten in der Gruppe KM
5.2.4.Vergleich der arteriellen mit den venösen Werten in der Gruppe PTA
5.3.Vergleich der Gruppe KM mit der Gruppe PTA
5.4.Einflüsse auf die Gruppen KM und PTA
5.4.1.Einflüsse auf die Gruppe KM
5.4.1.1.Einfluß der KM-Menge
5.4.1.2.Einfluß der Heparinmenge
5.4.2.Einflüsse auf die Gruppe PTA
5.4.2.1.Einfluß der KM -Menge
5.4.2.2.Einfluß der Dilatation
5.4.2.3.Einfluß der Heparinmenge
5.5.Methodenkritik
5.5.1.Anforderungen an die Methode
5.5.2.Abnahme der Blutproben
5.5.3.Aufbereitung der Blutproben
5.5.4.Messung der Blutproben
5.5.5.Statistik
6 Zusammenfassung
Bibliographie Literaturverzeichnis
Danksagung
Selbständigkeitserklärung
Lebenslauf

Tabellenverzeichnis

Tabelle 1 Daten aus Anamnese und Paraklinik (Häufigkeit des Auftretens und prozentualer Anteil der Merkmale in den Gruppen, bei der Variablen ”Alter“ arithm. Mittel mit Standardabweichung)
Tabelle 2 Interventionseinflüsse in den Gruppen ( arithm. Mittel und Standardabweichungen)

Abbildungsverzeichnis

Abb. 1: schematische Darstellung des Aufbaus eines Durchflußzytometers (verändert nach [ 88 ])
Abb. 2: Darstellung der Populationen im Scatterplot-Diagramm für FSC und SSC an einem Beispiel mit Angabe der relativen logarithmischen Streulichtintensität (R GP Ib ist die Region, die über 95 % aller GPIb-positiven Partikel enthält.)
Abb. 3: Darstellung der Meßreihe eines Sets in 1-Parameter-Histogrammen für die Fluoreszenz 1 an einem Beispiel. Die Abszisse gibt die Fluoreszenzintensität der Verteilung, die Ordinate die Anzahl von Zellen pro Klasse an. Die Tabellen in der rechten Bildhälfte enthalten ausgewählte statistische Parameter der Verteilungen.
Abb. 4: Vergleich von KG1 mit KG2 (nativ, venös, CD62); KG1 [3,68] > KG2 [1,88]; (p = 0,0001); Isotypkontrollen: KG1 [1,62]< KG2 [1,75] ( n. s. )
Abb. 5: Vergleich von KG1 mit KG2 (nativ, venös, CD63); KG1 [5,97] > KG2 [2,86] (p = 0,0001); Isotypkontrollen: KG1 [1,62]< KG2 [1,75] (n. s.)
Abb. 6: Vergleich von KG1 mit KG2 (aktiviert, venös, CD62); KG1 [13,47] < KG2 [14,59] ( n. s. ); Isotypkontrollen: KG1 [1,56] < KG2 [1,73] (n. s.)
Abb. 7: Vergleich von KG1 mit KG2 (aktiviert, venös, CD63); KG1 [13,4] > KG2 [7,64] (p = 0,0001); Isotypkontrollen: KG1 [1,56]< KG2 [1,73] (n. s.)
Abb. 8: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (nativ, arteriell, CD62); vor [3,92] < nach [3,96] ( n. s. ); vor > 4 h nach [3,54] (n. s.); nach > 4 h nach ( p = 0,004); Isotypkontrollen: vor [1,78] < nach [1,91] > 4 h nach [1,75] (n. s.)
Abb. 9: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (nativ, arteriell, CD63); vor [5,6] < nach [5,67] (n. s.); vor > 4 h nach [5,5] (n. s.); nach > 4 h nach (p = 0,015); Isotypkontrollen: vor [1,78] < nach [1,91] > 4 h nach [1,75] (n. s.)
Abb. 10: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (nativ, venös, CD62); vor [4] > nach [3,81] ( n. s. ); vor > 4 h nach [3,64] (n. s.); nach > 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,86] < nach [1,87] > 4 h nach [1,69] (n. s.)
Abb. 11: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (nativ, venös, CD63); vor [5,88] > nach [5,52] (n. s.); vor > 4 h nach [5,4] (n. s.); nach > 4 h nach ( p = 0,006); Isotypkontrollen: vor [1,86] < nach [1,87] > 4 h nach [1,69] (n. s.)
Abb. 12: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (aktiviert, arteriell, CD62); vor [10,14] < nach [12,08] ( n. s. ); vor < 4 h nach [14,05] ( p = 0,012); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,9] > nach [1,89] < 4 h nach [1,92] (n. s.)
Abb. 13: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (aktiviert, arteriell, CD63); vor [11,56] < nach [13,11] (n. s.); vor < 4 h nach [14,53] (p = 0,014); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,9] > nach [1,89] < 4 h nach [1,92] (n. s.)
Abb. 14: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (aktiviert, venös, CD62); vor [11,14] < nach [11,42] ( n. s. ); vor < 4 h nach [14,40] ( p = 0,005); nach < 4 h nach (p = 0,009); Isotypkontrollen: vor [1,92] > nach [1,88] < 4 h nach [1,91] (n. s.)
Abb. 15: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe KM (aktiviert, venös, CD63); vor [10,7] < nach [11,34] (n. s.); vor < 4 h nach [15,08] (p = 0,002); nach < 4 h nach (p = 0,004); Isotypkontrollen: vor [1,92] > nach [1,88] < 4 h nach [1,91] (n. s.)
Abb. 16: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (nativ, arteriell, CD62); vor [4,43] > nach [4,26] ( n. s. ); vor > 4 h nach [3,36] ( p = 0,019); nach > 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,85] > nach [1,78] > 4 h nach [1,74] (n. s.)
Abb. 17: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (nativ, arteriell, CD63); vor [5,6] > nach [5,45] (n. s.); vor > 4 h nach [5,47] (n. s.); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,85] > nach [1,78] > 4 h nach [1,74] (n. s.)
Abb. 18: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (nativ, venös, CD62); vor [4,07] < nach [4,09] ( n. s. ); vor > 4 h nach [3,34] (n. s.); nach > 4 h nach ( p = 0,011); Isotypkontrollen: vor [1,85] > nach [1,84] > 4 h nach [1,74] (n. s.)
Abb. 19: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (nativ, venös, CD63); vor [5,5] < nach [5,53] (n. s.); vor > 4 h nach [5,23] (n. s.); nach > 4 h nach (p = 0,005); Isotypkontrollen: vor [1,85] > nach [1,84] > 4 h nach [1,74] (n. s.)
Abb. 20: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (aktiviert, arteriell, CD 62); vor [15,73] > nach [12,81] ( n. s. ); vor > 4 h nach [14,46] (n. s.); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,86] > nach [1,84] > 4 h nach [1,64] (n. s.)
Abb. 21: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (aktiviert, arteriell, CD63); vor [19,04] > nach [12,19] (n. s.); vor < 4 h nach [21,2] (n. s.); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,86] > nach [1,84] > 4 h nach [1,64] (n. s.)
Abb. 22: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (aktiviert, venös, CD 62); vor [11,96] < nach [12,61] ( n. s. ); vor < 4 h nach [14,4] (n. s.); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,85] < nach [1,86] > 4 h nach [1,85] (n. s.)
Abb. 23: Vergleich der Abnahmezeitpunkte in der Gruppe PTA (aktiviert, venös, CD63); vor [16,83] > nach [14,66] (n. s.); vor < 4 h nach [18,98] (n. s.); nach < 4 h nach (n. s.); Isotypkontrollen: vor [1,85] < nach [1,86] > 4 h nach [1,85] (n. s.)
Abb. 24: Vergleich von KM mit PTA (nativ, arteriell, CD 62); KM [-6,9] < PTA [2,61] ( p = 0,021); Werte vor KM: [3,77]; Min. : 2,86; Max. : 5,28; Werte vor PTA: [3,63]; Min.: 2,86; Max.: 14,59; Isotypkontrollen: KM [-2,38] < PTA [4,08] ( n. s. )
Abb. 25: Vergleich von KM mit PTA (nativ, arteriell, CD63); KM [-0,99] < PTA [0,06] (n. s.); Werte vor KM: [5,35]; Min.: 4,7; Max.: 7,23; Werte vor PTA: [5,41]; Min.: 4,7; Max.: 17; Isotypkontrollen: KM [-2,38] < PTA [4,08] (n. s.)
Abb. 26: Vergleich von KM mit PTA (nativ, venös, CD 62); KM [6,51] > PTA [0,5] ( n. s. ); Werte vor KM: [4,03]; Min. : 3,11; Max. : 5,38; Werte vor PTA: [3,8]; Min.: 3,11; Max.: 5,19; Isotypkontrollen: KM [2,59] > PTA [-0,91] (n. s.)
Abb. 27: Vergleich von KM mit PTA (nativ, venös, CD63); KM [4,41] > PTA [0,98] (n. s.); Werte vor KM: [5,7]; Min.: 4,87; Max.: 7,3; Werte vor PTA: [5,4]; Min.: 4,87; Max.: 7,23; Isotypkontrollen: KM [2,59] > PTA [-0,91] (n. s.)
Abb. 28: Vergleich von KM mit PTA (nativ, arteriell, CD 62); KM [4,73] > PTA [4,47] ( n. s. ); Werte vor KM: [3,77]; Min. : 2,86; Max. : 5,28; Werte vor PTA: [3,63]; Min.: 2,86; Max.: 14,59; Isotypkontrollen: KM [1,99] < PTA [2,08] (n. s.)
Abb. 29: Vergleich von KM mit PTA (nativ, arteriell, CD63); KM [7,28] > PTA [3,07] (n. s.); Werte vor KM: [5,35]; Min.: 4,7; Max.: 7,23; Werte vor PTA: [5,41]; Min.: 4,7; Max.: 17; Isotypkontrollen: KM [1,99] < PTA [2,08] (n. s.)
Abb. 30: Vergleich von KM mit PTA (nativ, venös, CD 62); KM [8,13] > PTA [6,05] ( n. s. ); Werte vor KM: [4,03]; Min. : 3,11; Max. : 5,38; Werte vor PTA: [3,8]; Min.: 3,11; Max.: 5,19; Isotypkontrollen: KM [0,96] < PTA [1,96] (n. s.)
Abb. 31: Vergleich von KM mit PTA (nativ, venös, CD63); KM [6,98] > PTA [4,35] (n. s.); Werte vor KM: [5,7] Min.: 4,87; Max.: 7,3; Werte vor PTA: [5,4]; Min.: 4,87; Max.: 7,23; Isotypkontrollen: KM [0,96] < PTA [1,96] (n. s.)
Abb. 32: Einfluß der KM-Menge während der DSA auf CD62, aktiviert, arteriell ( n = 24); r = - 0,14 ( n. s. ); Werte vor KM: [10,14]; Min. : 5,57; Max. : 37,52; Isotypkontrollen: r = 0,07 (n. s.)
Abb. 33: Einfluß der KM -Menge während der DSA auf CD 63, aktiviert, arteriell ( n = 24); r = - 0,01 ( n. s. ); Werte vor KM: [11,56]; Min. : 5,57; Max. : 29,43; Isotypkontrollen: r = 0,07 (n. s.)
Abb. 34: Einfluß der KM-Menge während der DSA auf CD62, aktiviert, venös (n = 24); r = 0,22 (n. s.); Werte vor KM: [11,14]; Min.: 5,14; Max.: 37,52; Isotypkontrollen: r = 0,14 (n. s.)
Abb. 35: Einfluß der KM -Menge während der DSA auf CD 63, aktiviert, venös ( n = 24); r = 0,08 ( n. s. ); Werte vor KM: [10,7]; Min. : 5,78; Max. : 28,9; Isotypkontrollen: r = 0,14 (n. s.)
Abb. 36: Einfluß der KM-Menge während der DSA auf CD 62, aktiviert, arteriell ( n = 24); r = 0,19 ( n. s. ); Werte vor KM: [10,14]; Min. : 5,57; Max. : 37,52; Isotypkontrollen: r = -0,03 (n. s.)
Abb. 37: Einfluß der KM-Menge während der DSA auf CD63, aktiviert, arteriell (n = 24); r = -0,06 (n. s.); Werte vor KM: [11,56]; Min.: 5,57; Max.: 29,43; Isotypkontrollen: r = -0,03 (n. s.)
Abb. 38: Einfluß der KM -Menge während der DSA auf CD 62, aktiviert, venös ( n = 24); r = 0,42 ( p = 0,04); Werte vor KM: [11,14]; Min. : 5,14; Max. : 37,52; Isotypkontrollen: r = 0,04 ( n. s. )
Abb. 39: Einfluß der KM-Menge während der DSA auf CD63, aktiviert, venös (n = 24); r = -0,07 (n. s.); Werte vor KM: [10,7]; Min.: 5,78; Max.: 28,9; Isotypkontrollen: r = 0,04 (n. s.)
Abb. 40: Einfluß der KM-Menge während der PTA auf CD62, nativ, arteriell (n = 20); r = 0,71 (p = 0,001); Werte vor PTA: [4,43]; Min.: 2,86; Max.: 14,59; Isotypkontrollen: r = 0,09 (n. s.)
Abb. 41: Einfluß der KM -Menge während der PTA auf CD 63, nativ, arteriell ( n = 20); r = 0,56 ( p = 0,01); Werte vor PTA: [5,6]; Min. : 4,61; Max. : 17; Isotypkontrollen: r = 0,09 ( n. s. )
Abb. 42: Einfluß der KM-Menge während der PTA auf CD62, nativ, venös (n = 20); r = -0,08 (n. s.); Werte vor PTA: [4,07]; Min.: 3,11; Max.: 10,84; Isotypkontrollen: r = -0,01 (n. s.)
Abb. 43: Einfluß der KM -Menge während der PTA auf CD 63, nativ, venös ( n = 20); r = 0,01 ( n. s. ); Werte vor PTA: [5,5]; Min. : 4,61; Max. : 9,31; Isotypkontrollen: r = -0,01 (n. s.)
Abb. 44: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD 62, nativ, arteriell ( n = 20); r = 0,49 ( p = 0,03); Werte vor PTA: [4,43]; Min. : 2,86; Max. : 14,59; Isotypkontrollen: r = 0,06 ( n. s. )
Abb. 45: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD63, nativ, arteriell (n = 20); r = 0,5 (p = 0,02); Werte vor PTA: [5,6]; Min.: 4,61; Max.: 17; Isotypkontrollen: r = 0,06 (n. s.)
Abb. 46: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD 62, nativ, venös ( n = 20); r = 0,02 ( n. s. ); Werte vor PTA: [4,07]; Min. : 3,11; Max. : 10,84; Isotypkontrollen: r = 0,12 (n. s.)
Abb. 47: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD63, nativ, venös (n = 20); r = 0,2 (n. s.); Werte vor PTA: [5,5]; Min.: 4,61; Max.: 9,31; Isotypkontrollen: r = 0,12 (n. s.)
Abb. 48: Einfluß der KM-Menge während der PTA auf CD62, nativ, arteriell ( n = 14); r = 0,21 ( n. s. ); Werte vor PTA: [4,43]; Min. : 2,86; Max. : 14,59; Isotypkontrollen: r = -0,3 (n. s.)
Abb. 49: Einfluß der KM -Menge während der PTA auf CD 63, nativ, arteriell ( n = 15); r = 0,37 ( n. s. ); Werte vor PTA: [5,6]; Min. : 4,61; Max. : 17; Isotypkontrollen: r = -0,3 (n. s.)
Abb. 50: Einfluß der KM-Menge während der PTA auf CD62, nativ, venös (n = 15); r = -0,57 ( p = 0,03); Werte vor PTA: [4,07]; Min.: 3,11; Max.: 10,84; Isotypkontrollen: r = -0,15 (n. s.)
Abb. 51: Einfluß der KM -Menge während der PTA auf CD 63, nativ, venös ( n = 15); r = -0,31 ( n. s. ); Werte vor PTA: [5,5]; Min. : 4,61; Max. : 9,31; Isotypkontrollen: r = -0,15 (n. s.)
Abb. 52: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD62, nativ, arteriell (n = 14); r = 0,13 (n. s.); Werte vor PTA: [4,43]; Min.: 2,86; Max.: 14,59; Isotypkontrollen: r = -0,42 (n. s.)
Abb. 53: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD 63, nativ, arteriell ( n = 15); r = 0,19 ( n. s. ); Werte vor PTA: [5,6]; Min. : 4,61; Max. : 17; Isotypkontrollen: r = -0,42 (n. s.)
Abb. 54: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD62, nativ, venös (n = 15); r = -0,29 (n. s.); Werte vor PTA: [4,07]; Min.: 3,11; Max.: 10,84; Isotypkontrollen: r = -0,29 (n. s.)
Abb. 55: Einfluß der Dilatation während der PTA auf CD 63, nativ, venös ( n = 15); r = -0,3 ( n. s. ); Werte vor PTA: [5,5]; Min. : 4,61; Max. : 9,31; Isotypkontrollen: r = -0,29 (n. s.)

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Wed Nov 24 19:17:59 1999