[Seite 3↓]

1.  Einleitung

1.1. Die Gehirnentwicklung: Brain growth spurt

Das Gehirn eines Säugetieres durchläuft in seiner Entwicklung eine Phase schnellen Wachstums, die auch als brain growth spurt bezeichnet wird. Die relative Endgröße bezogen auf das Gesamtgewicht und auch der Zeitpunkt der maximalen Wachstumsgeschwindigkeit ist von Tier zu Tier unterschiedlich. So kann der maximale Wachstumsschub bereits pränatal, wie beim Affen, oder auch post partum stattfinden, z.B. bei der Ratte. Beim Menschen beginnt dieser Wachstumsspurt im 6. Schwangerschaftsmonat, hat eine maximale Geschwindigkeit zum Geburtstermin und endet zu Beginn des dritten Lebensjahres. Bei der Ratte liegt die Phase der maximalen Geschwindigkeit zwischen dem 6. und 10. Lebenstag und endet nach der dritten Lebenswoche, kommt somit der Entwicklung des menschlichen Gehirns sehr nahe [1]. In dieser Phase der Hirnentwicklung vermehrt sich die Hirnmasse nicht nur durch Zellteilung von Neuroblasten, sondern es finden gleichzeitig verschiedene Vorgänge statt, wie die Migration der späteren Nervenzellen an ihren Bestimmungsort, Differenzierung dieser Zellen und die Synaptogenese. Das macht diese Phase zu einem besonders vulnerablen Zeitpunkt gegenüber äußeren Einflüssen. Das Gehirn produziert in dieser Zeit einen „Überschuss“ an Neuronen, dem durch einen geregelten Zelluntergang bestimmter Neuronen entgegengewirkt wird. So kommt physiologischer (programmierter) Zelltod natürlicherweise im sich entwickelnden Gehirn vor, wodurch ca. 50% der ursprünglich produzierten Neuronen beseitigt werden [2 3 4].

1.2. Physiologische Apoptose

1.2.1. Morphologie der Apoptose

Schon 1842 wurde von Carl Vogt ein programmierter Zelltod postuliert. Kerr, Wyllie und Currie prägten hierfür 1972 den Begriff Apoptose [5]. Es handelt sich hierbei um einen Zelltod, der sich morphologisch und biochemisch wesentlich von der Nekrose unterscheidet, die u.a. nach Hypoxie oder Ischämie auftritt. Bei der Nekrose oder akuten Zelldegeneration neigen die Zellen zur Schwellung (Onkose) und Lyse, das Plasmalemm wird zerstört und der Zytosolinhalt und die Organellen werden freigesetzt, [Seite 4↓]was eine Entzündungsreaktion hervorruft. Bei der Apoptose kommt es dagegen zu Zellschrumpfung, Kondensation des Chromatins und Aggregation des Chromatins an der Zellkernperipherie. Die DNA wird hierbei durch Endonukleasen zwischen den Nukleosomen in Fragmente von ca. 200 Basenpaaren oder ganzzahlige Vielfache davon gespalten. Die Zellmembranstabilität nimmt ab und es kommt zu Ausstülpungen der Zelle (Zeiose). Schließlich schnüren sich membranumschlossene Säckchen (=apoptotische Körperchen, der Vorgang wird auch blebbing genannt) ab, die von Makrophagen phagozytiert werden. Dies dauert oft nur wenige Stunden und es kommt dabei im Gegensatz zur Nekrose zu keiner Entzündungsreaktion [6].

Abbildung 1 Morphologische Gegenüberstellung von Nekrose und Apoptose. Während der Nekrose schwellen die Zellen zunächst an und die Zellorganellen werden freigesetzt, was eine Entzündungsreaktion hervorruft (links im Bild). Bei der Apoptose kommt es zur Chromatinkondensation an der Zellkernperipherie und zum Abschnüren apoptotischer Körperchen, die von Makrophagen phagozytiert werden. Graphik adaptiert nach Blom [7].

Kerr et al. [8] beschrieben zwar hauptsächlich morphologische Charakteristika der Apoptose in Leber, Milz und anderen nichtneuronalen Geweben, aber auch ein Beispiel neuronaler Apoptose – nämlich den physiologischen Zelltod (PCD = physiological cell death), der während der normalen Hirnentwicklung zu finden ist [2 8]. Die Unterschiede zwischen exzitotoxischem neuronalen Zelltod, dem physiologischen Zelltod von Neuronen und der neuronalen Apoptose als pathologischem Zelltod nach [Seite 5↓]zerebralen Insulten wurden später von Ishimaru et al. [3] beschrieben. Mittels Elektronenmikroskopie untersuchte er Gehirnzellen von jungen Ratten und zeigte, dass nach Ischämie oder Trauma hauptsächlich die oben beschriebenen Zeichen nekrotischen Zelltods zu finden sind und dass sich dieser Zustand morphologisch fundamental vom physiologischen neuronalen Zelltod (Apoptose) unterscheidet.

1.2.2. Regulation der Apoptose

Die Apoptose wird durch verschiedene Gene gesteuert. Diese wirken entweder proapoptotisch – also Apoptose induzierend – oder antiapoptotisch und halten sich normalerweise die Waage. Um das Zusammenspiel dieser Gene besser zu verstehen, wurde insbesondere der Wurm Caenorhabditis elegans intensiv untersucht. Bei ihm sterben 131 von anfänglich insgesamt 1090 somatischen Zellen während der Entwicklung durch programmierten Zelltod. Dieser Vorgang wird entscheidend durch die proapoptotischen Gene ced-3 und ced-4 und das antiapoptotische Gen ced-9 gesteuert. Beim Menschen wurden ebenfalls entsprechende Gene gefunden, wie z.B. das antiapoptotische Gen bcl-2 oder das proapoptotische bax-Gen [9].

Zur Auslösung der Apoptose benötigt die Zelle in der Regel ein Signal. Dieses kann ein Anstieg der intrazellulären Kalziumkonzentration, DNA-Schädigung oder ein Mangel an Wachstumsfaktoren sein (intrinsische Aktivierung). Aber auch eine extrinsische Aktivierung über spezifische Rezeptoren führt zum Zellsuizid. An Lymphozyten wurde beispielsweise der Oberflächenrezeptor CD95 (auch APO-1 oder Fas genannt) gefunden. Dieser gehört zur Familie der TNF-Rezeptoren (Tumor Nekrose Faktor) und löst, nachdem seine Liganden (hier der Fas-Ligand: Fas-L) an ihn gebunden haben, eine proteolytische Kaskade aus. Hierbei werden so genannte Caspasen aktiviert (Cystein-[haltige] Aspartasen; sie spalten Proteine nach einem Aspartat), die zelluläre Substrate (u.a. das Zellgerüst) spalten. Dadurch werden auch endonukleasehemmende Proteine inaktiviert und es kommt über DNA-Fragmentierung zum Bild der Apoptose. Über einen alternativen Weg werden Mitochondrien aktiviert. Der permeability transition pore (PTP), ein mitochondrialer Proteinkomplex, hält normalerweise ein Potential an der inneren Mitochondrienmembran aufrecht. Die Öffnung dieses Kanals führt zur Depolarisierung und damit zur Freisetzung mitochondrialer Apoptosefaktoren (wie Cytochrom c, APAF-1 und AIF) [10 11 12]. Das normalerweise membrangebundene Cytochrom c bildet mit APAF-1 (Apotose-Proteasen induzierender Faktor, er entspricht [Seite 6↓]dem ced-4-Genprodukt von Caenorhabditis elegans) und ATP, einen Apoptosom-Komplex, aktiviert die Caspase-9 und löst dadurch die proteolytische Kaskade aus. Außerdem wird ein apoptosis inducing factor (AIF) freigesetzt, der caspaseunabhängig zu DNA-Fragmentierung, Chromatinkondensation und oben geschildertem blebbing führt. Die Apoptosefaktoren der Bcl-2 Familie können den programmierten Zelltod auf mitochondrialer Ebene beeinflussen indem sie Freisetzung weiterer Apoptosefaktoren modulieren [13].

Abbildung 2.Schema der apoptotischen Kaskade. Extrinsische Faktoren aktivieren über die Bindung an Oberflächenrezeptoren apoptoseinduzirende Caspasen, während intrinsische Faktoren über intrazelluläre Ca 2+ -Erhöhung zur Aktivierung von Caspasen führen. Alternativ wird das mitochondriale Cytochrom c (Cyt c) freigesetzt, welches mit APAF1 und ATP einen Apoptosom-Komplex bildet. Dieses löst über die Aktivierung der Caspase 9 die proteolytische Kaskade aus. Unabhängig von der Kaskade kann der Apoptose induzierende Faktor (AIF) zur DNA-Fragmentierung führen. Bcl-2 moduliert auf mitochondrialer Ebene die Apoptosenkaskade. Der permeability transition pore (PTP), ein mitochondrialer Proteinkomplex, hält normalerweise ein Potential an der inneren Mitochondrienmembran aufrecht. Die Öffnung dieses Kanals führt zur Depolarisierung und damit zur Freisetzung mitochondrialer Apoptosefaktoren (z.B. Cyt c, APAF-1 [nicht dargestellt] und AIF). Adaptiert nach Toescu [14].

Die Kontrolle der Apoptose erfolgt durch verschiedene extrazelluläre Signale. So überleben z.B. Neuronen während der Entwicklungsphase nur dann, wenn sie ausreichend Wachstumsfaktoren, wie z.B. den Nervenwachstumsfaktor NGF (nerve growth factor) erhalten, die von den innervierten Zielzellen sezerniert werden. Nur Neuronen, die suffizient arbeiten, erhalten somit ausreichend trophische Signale, um zu überleben. Aber auch die Zielzellen sterben ohne afferente Stimulation. Es besteht somit während der Synaptogenese eine Interaktion zwischen Neuronen und ihren Zielzellen, die das Überleben beider Zellen beeinflusst [5].


[Seite 7↓]

1.2.3. Bedeutung der Apoptose

Die Apoptose übernimmt während der Entwicklung regulative Aufgaben. So dient sie neben der Kontrolle der Zellzahl (Neuronen s. o.) und der Formung von Strukturen (z.B. Finger) der Entfernung unnötiger Strukturen (z.B. Müller'sche Gänge beim Mann). Sie hat aber auch später Einfluss auf den Erhalt des Körpersystems und sorgt für die Eliminierung abnormer, infizierter oder schädigender Zellen (z.B. Tumorzellen) [15].

Sowohl Überschuss als auch ein Mangel an Apoptose kann pathologisch sein. Beispielhaft für eine geringe Apoptoseaktivität ist die Myelomeningozele oder das Neuroblastom, während bei vielen neurodegenerativen Erkrankungen, wie z.B. bei der Alzheimer Demenz oder den neuronalen Zeroidlipofuszinosen (M. Batten), eine überschießende Apoptoseaktivität diskutiert wird [16 17 18].

1.3. Der Exzitatorische Neurotransmitter Glutamat

Im Gehirn von Säugetieren gibt es exzitatorische und inhibitorische Systeme. Die Aminosäure Glutamat ist der wichtigste exzitatorische Neurotransmitter im zentralen Nervensystem [19]. Ca. 40% der präsynaptischen Nervenendigungen setzen Glutamat und Aspartat (eine weitere exzitatorische Aminosäure) frei. Diese Aminosäuren vermitteln über Rezeptoren unter anderem kognitive, mnestische, motorische und sensible Funktionen und beeinflussen die Plastizität neuronaler Synapsen.

1.4. Glutamatrezeptoren

Die Signalübertragung des glutamatergen Systems verläuft über ionotrope Rezeptoren, welche direkt Ionenkanäle steuern, und metabotrope Rezeptoren, die über second-messenger agieren und Kalzium aus intrazellulären Kompartimenten freisetzen. Es sind derzeit acht metabotrope Glutamatrezeptoren bekannt, die in drei Klassen – mGluRI, mGluRII und mGluRIII (mGluR1-8)– eingeteilt werden [20].

Die ionotropen Rezeptoren können aufgrund ihrer bevorzugten Agonisten in drei Untergruppen eingeteilt werden. Diese sind die N-Methyl-D-Aspartat-(NMDA) Rezeptoren, die α-Amino-3-Hydroxy-5-Methyl-4-Isoxazol-Propionsäure-Rezeptoren (AMPA: Rezeptoren GluR1-4) und die Kainat-Rezeptoren (GluR5-7 & KA1, KA2; AMPA und Kainat-Rezeptoren werden auch als non-NMDA-Rezeptoren zusammengefasst).


[Seite 8↓]

Tabelle 1 : Glutamatrezeptorsubtypen NMDA-, AMPA-, Kainat- und metabotrope Rezeptoren mit ihren Untereinheiten. Die ionotropen Rezeptoren steuern direkt Ionenkanäle, während metabotrope Rezeptoren über second messenger wirken und sekundär zu intrazellulärem Ca2+-Anstieg führen können. Modifiziert nach Dingledine [21].

Der NMDA-Rezeptorkanal ist der am besten beschriebene Subtyp mit hochselektiven Liganden wie dem Agonisten NMDA und dem Antagonisten D-2-Amino-5-Phosphonovalerat (APV). Johnson und Asher fanden heraus, dass unter physiologischen Bedingungen zur Aktivierung des NMDA-Rezeptorkanals neben der Bindung von L-Glutamat auch die Anwesenheit von Glycin benötigt wird [22].

Dieser Rezeptor unterscheidet sich wesentlich von den non-NMDA-Rezeptorkanälen, denn er ist sowohl spannungs- als auch ligandenabhängig. Außerdem ist das exzitatorische postsynaptische Potential (EPSP), das hier ausgelöst wird, im Vergleich zu denen von non-NMDA-Rezeptoren verlängert [23]. NMDA-Rezeptorkanäle besitzen eine hohe Permeabilität für Ca2+-Ionen, und die Spannungsabhängigkeit dieser Rezeptoren kann durch eine Mg2+-Ionen-Blockade innerhalb des Kanals beeinflusst werden [23].

Strukturformeln 1 Strukturformeln der drei spezifischen Agonisten ionotroper Glutamatrezeptoren.


[Seite 9↓]

1.4.1.  Struktur der NMDA-Rezeptoren: Untereinheiten

Der NMDA-Rezeptorkanal besteht aus 5 Untereinheiten, welche in zwei Familien eingeteilt werden. Bei der Ratte sind dies die Untereinheiten NR1 und NR2. Bei der Maus werden sie GluRζ1 (entsprechend NR1) und GluRε (NR2) genannt. Es gibt 4 Untereinheiten der NR2 bzw. der GluRε-Gruppe. Von den NR1- bzw. GluRζ1-Untereinheiten ist bislang nur ein Mitglied bekannt. Kürzlich wurde noch eine Untereinheit einer dritten Gruppe entdeckt (NR3A), die wahrscheinlich eine regulative Aufgabe übernimmt [24 25].

1.4.2. Topologie der Untereinheiten

Abbildung 3. Zwei Modellvorstellungen zur Transmembrantopologie der NMDA-Rezeptoruntereinheit. Das Signalpeptid liegt extrazellulär am N-terminalen Ende. Bei Tingleys Modell wird davon ausgegangen, dass das C-terminale Ende intrazellulär liegt, wobei das Segment M2 nur eine Schleife in die Zellmembran bildet [23].

Die NMDA-Rezeptorkanaluntereinheiten haben ein N-terminales Signalpeptid und vier hydrophobe Transmembransegmente M1-M4, wovon M2 die Kanalregion bildet. Die Ca2+-Durchlässigkeit wird durch ein Asparagin determiniert, das im Segment M2 lokalisiert ist. Wird dieses Asparagin z.B. durch Glutamin ersetzt, so ist die spannungsabhängige Hemmung des Kanals mittels Mg2+-Ionen stark reduziert und das Kalzium kann frei passieren [26]. Dies passt gut zur Vorstellung, dass Magnesium tief innerhalb des Rezeptorkanals als Inhibitor agiert. Diese Mg2+-Blockade ist abhängig vom Entwicklungsalter und bei erwachsenen Ratten stärker ausgeprägt als bei Jungtieren. Nichtkompetitive Antagonisten wie PCP, (+)MK801 (Dizocilpin) und Ketamin überbrücken die Bindungsstelle für Magnesium in der M2-Region und wirken so inhibitorisch. Das C-terminale Ende des Rezeptorproteins scheint Aufgaben in der Signaltransduktion zu übernehmen und muss folglich intrazellulär liegen. Daher wird [Seite 10↓]von Tingleys Membrantopologiemodell ausgegangen ind dem das M2 Segment der Rezeptoruntereinheit eine Schleife in der Zellmembran bildet (Abbildung 3, [27]).

1.4.3. Heteromere Kanäle

NMDA-Rezeptoren haben vermutlich eine heteromere Tertiärstruktur, da sie nur dann voll funktionstüchtig sind, wie in einer Studie von Morioshi et al. gezeigt wurde. Er exprimierte die NMDA-Rezeptoruntereinheiten in Xenopus-Oozyten (Ovarialzellen eines Frosches). Die reine Expression von NR1/ζ1-Untereinheiten führt zur Ausbildung homomerer Kanäle, die auf einen Stimulus mit L-Glutamat + Glycin oder NMDA + Glycin eine sehr kleine Reizantwort geben [28]. Hochaktive NMDA-Rezeptoren entstehen erst, wenn die NR1/ζ1-Untereinheit zusammen mit einem der vier NR2/ε-Untereinheiten exprimiert wird. Die Reizantworten des NR2/ε-NR1/ζ1-Kanals können, wie bei natürlich vorkommenden Rezeptoren, durch NMDA-Rezeptorantagonisten wie APV, 7CK (7-Chloroquinurenat), Mg2+, Zn2+ und (+)MK801 unterdrückt werden [29].

1.4.4. Verteilung der NMDA-Rezeptoruntereinheiten im Gehirn

Das Verteilungsmuster der NMDA-Rezeptoruntereinheiten verändert sich wesentlich während der Entwicklung des Gehirns. Durch In-Situ-Hybridisierung bei Mäusen und Ratten konnte gezeigt werden, dass zwar die NR1/ζ1-Untereinheit-mRNA ab dem 17. Embryonaltag ubiquitär im Hirn exprimiert wird [30], die Expression der NR2/ε-Untereinheiten ist aber in den verschiedenen Lebensabschnitten unterschiedlich. Im erwachsenen Gehirn ist die Rezeptoruntereinheit NR2A/ε1 vermehrt im cerebralen Cortex, der Hippocampusformation und in den cerebellären Granulazellen zu finden. NR2B/ε2 wird selektiv im Vorderhirn exprimiert (vereinzelt im cerebralen Kortex, Hippocampus, Septum, Putamen-Caudatus-Komplex, im Bulbus olfactorius und im Thalamus). NR2C/ε3 wird vor allem im Cerebellum gefunden, besonders in der Granulazellschicht. NR2D/ε4 wird nur in sehr geringen Mengen im Hirnstamm und im Bulbus olfactorius gefunden.

Bei Jungtieren zeigt sich ein ganz anderes Bild. Im embryonalen Hirn werden nur NR2B/ε2 und NR2D/ε4 exprimiert, hierbei wird NR2B/ε2 ubiquitär gefunden, während NR2D/ε4 ausschließlich im Diencephalon und im Hirnstamm exprimiert wird. Innerhalb der ersten zwei Wochen nach der Geburt verändern sich die Expressionsmuster von [Seite 11↓]NR2/ε-Untereinheiten drastisch. Die NR2A/ε1-Untereinheit erscheint im gesamten Gehirn und NR2C/ε3 im Zerebellum. Dagegen wird die Expression von NR2B/ε2 auf das Vorderhirn beschränkt, und die Expression von ε4 wird insgesamt stark vermindert [30].

1.5. Aufgaben des Glutamats bzw. der NMDA-Rezeptoren

NMDA-Rezeptoren spielen bei der Migration von Neuronen und bei der synaptischen Plastizität während der Entwicklung eine große Rolle und zerebelläre Körnerzellen wurden hierzu am intensivsten untersucht [31]. Der primäre Neurotransmitter dieser Neuronen ist Glutamat und auf ihren Dendriten und Perikaria werden NMDA- und non-NMDA-Rezeptoren exprimiert [32 33]. Die Reifung dieser Zellen findet bei Ratten in der postnatalen Periode statt und zeigt typische Muster der Differenzierung und Migration, die einem geregelten Plan folgen und durch sequentielle Expression bestimmter Gene in spezifischen Stadien der Entwicklung reguliert werden [34 35]. Dabei werden die Körnerzellen in der äußeren germinativen Schicht generiert, wo sie sich differenzieren. Sie legen ihre Somata dicht an die Bergmannschen Gliafasern und wandern innerhalb von drei Tagen durch amöboide Bewegung in die innere Körnerschicht, wo sie von den Moosfasern innerviert werden [36 37 38]. Dieser Prozess ist abhängig von einem Ca2+-Einstrom, der durch Glutamat an NMDA-Rezeptoren vermittelt wird [39 40].

In verschiedenen Versuchen wurden Rezeptorantagonisten appliziert und die zurückgelegte Strecke des Pseudopodiums gemessen. So wird durch eine Blockade der NMDA-Rezeptoren durch spezifische Antagonisten, wie z.B. (+)MK801 und D-AP5 (D-2-Amino-5-phosphono-pentanoat), dosisabhängig die Zellmigration stark gehemmt. Andererseits lässt sich die Migrationsrate ebenso steigern, indem man die NMDA-Rezeptoraktivität durch Entfernung des Magnesiums aus dem Rezeptorkanal oder Hinzufügen von Glycin zur Zellkultur erhöht [41].

Es wurde auch untersucht, welche Rolle andere ionotrope Rezeptoren bei der Migration unreifer Neuronen spielen, wie z.B. non-NMDA- und GABA-erge Rezeptoren. Sie werden von unreifen Granulazellen exprimiert und beeinflussen indirekt den Ca2+-Einstrom sowie die intrazelluläre Ca2+-Konzentration. Aber eine Blockade der non-NMDA-Rezeptoren durch NBQX oder der GABA-Rezeptoren durch Bicuculline (GABAA-Inhibitor) und Baclofen (GABAB-Inhibitor) führt zu keiner Veränderung der Migrationsrate [42 43].


[Seite 12↓]

1.5.1.  Synergistische exzitatorische Wirkung von GABAA-, AMPA und NMDA-Rezeptoren

Auch wenn non-NMDA- und GABA-Rezeptoren keinen Einfluss auf die Migrationsrate haben, spielen sie während der Entwicklung des Säugerhirns eine wichtige Rolle. γ-Aminobuttersäure (GABA) ist als wichtigster inhibitorischer Neurotransmitter des zentralen Nervensystems bekannt. Aber im unreifen Rattengehirn zeigt sie exzitatorische Funktionen. Während der ersten postnatalen Woche führt die Aktivierung von GABAA-Rezeptoren zur Depolarisation von Hippocampusneuronen mit konsekutivem Einstrom von Ca2+-Ionen in die Zelle über spannungsabhängige Ca2+-Kanäle [44]. Diese Depolarisation ist notwendig, um den Mg2+-Ionen-Block des NMDA-Rezeptorkanals zu lösen, damit dieser exzitatorisch aktiv werden kann. In der zweiten postnatalen Woche führt die Aktivierung der GABAA-Rezeptoren zur Hyperpolarisierung der neuronalen Membran, was zur Reduktion intrazellulären Kalziums und zur verminderten Erregbarkeit der Neuronen führt. GABA wirkt dann also inhibitorisch [45]. Gleichzeitig übernimmt der AMPA-Rezeptor schrittweise die Aufgabe, neuronale Membranen zu depolarisieren und somit den NMDA-Rezeptorkanal zu öffnen. Erst diese synergistische Interaktion von NMDA-, AMPA- und GABAA-Rezeptoren ermöglicht die Signaltransmission in frühen Entwicklungsstadien.

Auf neurophysiologischer Ebene lässt sich zeigen, dass es während der Hirnentwicklung zu Veränderungen in den oszillatorischen Schwankungen intrazellulärer Ca2+-Konzentrationen kommt. Da Kalziumionen entweder über der NMDA-Rezeptorkanal oder über spannungsabhängige Ca2+-Kanäle in die Zelle strömen, entstehen zwei Arten von Ca2+-Oszillationen: schnell an- und abflutende Spitzen (so genannte spikes) und langsamere Wellen (waves) [46]. Synaptisch vermittelte Depolarisationen korrelieren mit Ca2+-Spitzen. Diese resultieren aus dem Einstrom von Ca2+ über rezeptor- und spannungsabhängige Kanäle und dem gleichzeitigen Freisetzen intrazellulären Kalziums. Diese spikes verschwinden, sobald das Hirn gereift ist. Von da an persistieren die Ca2+-Wellen [47].

1.6. Glutamat als Neurotoxin

Trotz seiner wichtigen Rolle während der Entwicklung (Migration, Synaptogenese) kann Glutamat auch schädigend auf die Nervenzellen wirken. Erstmals wurde dieses Phänomen der Neurotoxizität beobachtet, als jungen Mäusen systemisch Glutamat [Seite 13↓]appliziert wurde, was zu einer retinalen Degeneration führte [48]. Später wurde hierfür von Olney der Begriff der Exzitotoxizität geprägt [49]. Olney beschrieb die licht- und elektronenmikroskopisch sichtbaren Veränderungen, die die Neuronen hierbei durchlaufen. Es handelt sich hierbei um einen akuten Zelltod, bei dem die Neurone anschwellen und es zur Kernpyknose kommt. Elektronenmikroskopisch sind erste Veränderungen an den Dendriten sichtbar, die erheblich dilatieren, während die Axone unverändert bleiben. Im Perikaryon vakuolisiert das endoplasmatische Retikulum und die Mitochondrien schwellen ödematös an. Das Chromatin des Zellkerns verklumpt erst, nachdem die zytoplasmatischen Organellen bereits verändert sind. Schließlich werden die Reste phagozytiert [3 49]. Diese Exzitotoxizität lässt sich durch verschiedene Stimuli wie Hypoxie oder Trauma auslösen und entsteht vermutlich teilweise durch die Freisetzung intrazellulären Glutamats aus degenerierenden Neuronen. Diese enthalten nämlich die 2.000- bis 5.000-fache Konzentration an Glutamat, verglichen mit der Glutamatkonzentration im Interstitium (10 mM vs.2-5µM) [50].

In einer Studie von Ikonomidou et al. [51] wurde die Sensitivität des sich entwickelnden Rattengehirns gegenüber Hypoxie und Ischämie und gegenüber der neurotoxischen Wirkung von NMDA in unterschiedlichen postpartalen Altersstufen verglichen. Die Ischämie bestand in einseitiger Ligatur der Arteria carotis communis und die Hypoxie durch Aussetzten der Ratten in einem partiellen Vakuum. Es zeigte sich, dass hierbei die Vulnerabilität des unreifen Gehirns besonders in der frühen Neonatalzeit erhöht ist (postpartaler Tag 2-4). Sie erreicht einen Höhepunkt am 6. Lebenstag und fällt dann mit zunehmendem Alter wieder ab. Im zweiten Teil der Studie wurde NMDA unilateral in den Kopf des Nucleus caudatus der Ratten in verschiedenen postnatalen Altersstufen (Lebenstag 2-80) mikroinjiziert. In der frühen Neonatalperiode (Tag 2-6) führen relativ geringe Dosen von NMDA (6-15 nmol) zu einer dosisabhängigen weitreichenden exzitotoxischen Reaktion im gesamten Vorderhirn mit einer maximalen Sensitivität im Alter von 6 Tagen. In Hinblick auf die Ausdehnung und das zeitliche Auftreten nach dem Insult ist die zytotoxische Reaktion von NMDA identisch mit der Reaktion nach Hypoxie bzw. Ischämie. Mit zunehmendem Alter ist die ausgedehnte exzitotoxische Sensitivität gegen NMDA rückläufig, und die Läsionen sind zunehmend auf den Injektionssitus beschränkt. Im Alter von 2-10-Tagen korreliert die Verteilung der Neuronen, die empfindlich gegen NMDA-Toxizität sind, eng mit der Verteilung der durch Hypoxie oder Ischämie geschädigten Zellpopulationen.


[Seite 14↓]

Diese Untersuchungsergebnisse lassen vermuten, dass es eine bestimmte Phase in der Entwicklung gibt, in der NMDA-Rezeptoren sehr sensitiv gegenüber exzitatorischer Stimulation sind und die entsprechenden Neuronen überempfindlich auf hypoxisch-ischämische Noxen reagieren. Bei erwachsenen Tieren konnte gezeigt werden, dass NMDA-Antagonisten die exzitotoxische Neurodegeneration im Rahmen einer Ischämie und Hypoxie vermindern [52 53].

1.7. Glutamat als trophischer Faktor

Yan et al. beschrieben, dass ein Mangel an Glutamat oder NMDA in Granulazellkulturen zu Apoptose führt. Auch der non-NMDA-Rezeptoragonist Kainat wirkt schützend vor Apoptose während der non-NMDA-Rezeptorantagonist 6-Cyano-7-nitrochinoxalin-2,3-dion (CNQX) den präventiven Effekt von Glutamat und NMDA hemmt. Sowohl die Aktivierung von NMDA- als auch von non-NMDA-Rezeptoren scheint also die Apoptoseneigung von Neuronen zu hemmen. Da die Zellen bei einer Überstimulation der Glutamatrezeptoren zu exzitotoxischer Neurodegeneration neigen, scheinen sie zum Überleben offensichtlich eine ausgewogene glutamaterge Stimulation zu benötigen, die weder zu gering, noch überschießend ist [54].

1.8. Problemstellung

Dieser proaopototische Effekt konnte auch in einem Hirntraumamodell beobachtet werden. Die NMDA-Antagonisten (+)MK801 und CPP können bei erwachsenen Tieren exzitotoxische Schäden vermindern, die nach einem Schädel-Hirn-Trauma auftreten. Bei Jungtieren kommt es nach Perkussionstrauma in einem definierten insultnahen Bereich einer Hirnhemisphäre zu exzitotoxischen Zelluntergängen und in entfernteren Hirnregionen auch zu Apoptose [3]. NMDA-Antagonisten wie (+)MK801 und CPP wirken zwar protektiv gegenüber den exzitotoxischen Primärschäden, die durch das Trauma ausgelöst werden, führen jedoch zu einer Potenzierung des apoptotischen Zelltodes [55].

Es stellte sich somit die Frage, ob eine alleinige Blockade des NMDA-Rezeptors im unreifen Rattengehirn apoptotische Nervenzelluntergänge hervorruft und ob es ein bestimmtes Zeitfenster in der Entwicklung des Gehirnes gibt, in dem dieser Schaden ausgelöst werden kann. Hierfür wurde 7 Tage alten Ratten der NMDA–Antagonist [Seite 15↓](+)MK801 injiziert und die Apoptose im Gehirn mittels Kupfer-Silberfärbung und Elektronenmikroskopie untersucht. In einem zweiten Schritt wurde eine Entwicklungsstudie mit Ratten im Alter von 0-30 Tagen durchgeführt. Es sollte geklärt werden, in welchem Zeitfenster eine proapoptotische Wirkung von NMDA-Antagonisten auslösbar ist. GYKI 52466, ein AMPA-Glutamatrezeptorantagonist, wurde ebenfalls auf eine mögliche proapoptotische Wirkung im unreifen Rattengehirn untersucht.


© Die inhaltliche Zusammenstellung und Aufmachung dieser Publikation sowie die elektronische Verarbeitung sind urheberrechtlich geschützt. Jede Verwertung, die nicht ausdrücklich vom Urheberrechtsgesetz zugelassen ist, bedarf der vorherigen Zustimmung. Das gilt insbesondere für die Vervielfältigung, die Bearbeitung und Einspeicherung und Verarbeitung in elektronische Systeme.
DiML DTD Version 3.0Zertifizierter Dokumentenserver
der Humboldt-Universität zu Berlin
HTML-Version erstellt am:
08.06.2004