Die pharmakologische Gruppe der trizyklischen Antidepressiva trägt ihren Namen aufgrund zweier Gemeinsamkeiten: dem stimmungsaufhellenden Effekt und der chemischen Grundstruktur mit der charakteristischen Anordnung von 3 Ringen, dem „Trizyklus". Als Grundsubstanz gilt Imipramin, dessen thymoleptische Eigenschaft 1957 von dem Schweizer Psychiater Kuhn im Rahmen von klinischen Untersuchungen mit potenziellen Psychopharmaka das erste Mal beschrieben worden war. Oftmals nur geringe chemische Veränderungen am siebengliedrigen Zentralring und/oder an der Seitenkette sind verantwortlich für das breite Spektrum an pharmakologischen und klinischen Eigenschaften, die die einzelnen Substanzen charakterisieren und entscheidend für deren Indikation sind.

Abbildung 1: Strukturformel der trizyklischen Antidepressiva Amitriptylin, Imipramin, Doxepin und Trimipramin

Antidepressiva gehören zu den meistverschriebenen Psychopharmaka. Die Zahl der Verordnungen in der Bundesrepublik Deutschland steigt kontinuierlich an und verdoppelte sich im letzten Jahrzehnt. (Lohse und Müller-Oerlinghausen, 1999). Doxepin und Trimipramin gehören zu den wichtigsten Vertretern der Antidepressiva mit sedierender Wirkung. Beide Substanzen werden seit mehr als 30 Jahren in der Therapie psychiatrischer Erkrankungen eingesetzt und sind in vielen Ländern verbreitet (Pinder et al., 1977; Lapierre et al., 1989). Im Jahr 1999 wurden allein in Deutschland etwa 51,5 Mio. definierte Tagesdosen von Doxepin verordnet, was ungefähr einem Siebtel aller Antidepressivaverschreibungen entspricht. Trimipramin rangiert mit etwa 22,6 Mio. definierten Tagesdosen auf Rang vier unter den meistverordneten sedierenden Antidepressiva (Lohse und Müller-Oerlinghausen, 1999). Aufgrund einer Erweiterung der Indikationsstellung scheint die Bedeutung dieser Medikamente in den kommenden Jahren tendenziell noch zuzunehmen (Lohse und Müller-Oerlinghausen, 1999; Berger und Gastpar, 1996). Trotz Weiterentwicklung der Medikamente weist die antidepressive Pharmakotherapie mit etwa 30 - 40 % eine hohe Quote von Therapieversagern auf (Möller, 1991; Nelson, 2003) und wird immer noch von häufigen und starken Nebenwirkungen begleitet (Rao et al., 1996).

Nach heutigem Erkenntnisstand wird angenommen, dass depressiven Erkrankungen ein Monoaminmangel zugrunde liegt, der zu einer gesteigerten Empfindlichkeit prä- und postsynaptischer Rezeptoren für die Monoamine Noradrenalin (NA) und Serotonin (5-HT) führt. Bei den Wirkmechanismen der Antidepressiva ist zwischen Akuteffekten und Langzeiteffekten zu unterscheiden. Akute Wirkungen entstehen direkt über die Bindung an Transportproteine bzw. die Blockade von Neurotransmitterrezeptoren und rufen damit erwünschte, vielmals jedoch unerwünschte Begleiterscheinungen hervor. Der langfristige Effekt, welcher nach ungefähr 2 - 3 Wochen einsetzt, beruht auf komplexen Veränderungen der Empfindlichkeit von prä- und postsynaptischen Rezeptoren und der Signaltransduktionsmechanismen. Aufgrund der Beobachtung, dass es zu klinischer Besserung der depressiven Symptomatik erst nach frühestens 14-tägiger Behandlungsdauer kommt, wird dieser langfristige Effekt für die eigentliche antidepressive Wirkung verantwortlich gemacht. Hierbei scheint besonders dem ß-adrenergen, dem dopaminergen sowie dem serotonergen System eine wichtige Rolle zuzukommen (Benkert und Hippius, 2003).

Die Qualität und Quantität der Begleiterscheinungen bzw. auch Nebenwirkungen sind für die Wahl des individuell geeigneten Antidepressivums für den behandelnden Arzt wichtig. Sie sind auch für die Tatsache verantwortlich, dass trizyklische Antidepressiva heutzutage nicht mehr nur bei depressiven Syndromen, sondern auch zunehmend bei anderen psychiatrischen Erkrankungen zum Einsatz kommen. Beispiele hierfür sind Angstsyndrome, Essstörungen, Schlafstörungen oder Schmerzsyndrome (Benkert und Hippius, 2003).

Vegetative Begleiterscheinungen stellen einen Großteil der unerwünschten Nebenwirkungen von trizyklischen Antidepressiva dar. Ihre klinische Charakteristik hängt ab vom Zusammenspiel der vielfältigen zentralen und peripheren vegetativen Effekte und kann interindividuell sehr unterschiedlich und sogar entgegengesetzt imponieren. Häufig genannte Beschwerden von Patienten nach Doxepinmedikation sind Mundtrockenheit, Schwindel, Obstipation und Benommenheit (Pinder et al., 1977). Sie treten bevorzugt zu Behandlungsbeginn auf und bilden sich oft bei langfristiger Gabe zurück (Pinder et al., 1977). Bei Überdosierung können starke periphere und zentrale anticholinerge Effekte Komplikationen wie paralytischen Ileus, Harnsperre, Kollapszustände und delirante Syndrome zur Folge haben.

Kardiovaskuläre Begleiterscheinungen stellen eine weitere Ursache unerwünschter Nebenwirkungen von trizyklischen Antidepressiva dar. Insbesondere können Überleitungsverlängerungen bis hin zu Herzrhythmusstörungen beobachtet werden, weswegen vor Therapiebeginn ein EKG geschrieben werden muss, um vorher bestehende Überleitungsstörungen wie z.B. Schenkelblöcke auszuschließen. Bei einem Teil der Patienten kann eine orthostatische Hypotonie beobachtet werden, welche besonders bei älteren Patienten Stürze und Noncompliance zur Folge haben können (Gastpar et al., 1989). Seltener vorkommende Nebenwirkungen sind eine rigorartige Muskeltonuserhöhung, Gewichtszunahme sowie die sehr seltene Agranulozytose, die normalerweise durch Überdosierungen ausgelöst werden (Benkert und Hippius, 2003).

Generell scheint Doxepin weniger und schwächere Nebenwirkungen als vergleichbare trizyklische Antidepressiva hervorzurufen (Pinder et al., 1977). In-vitro-Studien zeigten eine bis zu viermal schwächere Aktivität an muskarinischen Rezeptoren als das Strukturanalogon Amitriptylin (Richelson und Nelson, 1984). Insbesondere kardiovaskuläre Begleiterscheinungen sind ungewöhnlich, was es für ältere und kardial vorbelastete Patienten besonders geeignet erscheinen lässt (Pinder et al., 1977; Hrdina et al., 1990). Es konnte ein Zusammenhang zwischen Doxepinplasmaspiegel und Häufigkeit und Stärke von unerwünschten Nebenwirkungen nachgewiesen werden (Rao et al., 1996; Burke und Preskorn, 1999), woraus folgt, dass ein konstanter Medikamentenspiegel die Sicherheit des Patienten erhöht.

Aufgrund seiner speziellen Eigenschaften, insbesondere dem geringen Einfluss auf das noradrenerge System, besitzt Trimipramin relativ wenig und schwache Nebenwirkungen (Assalian et al., 1989; Lapierre et al., 1989). Besonders kardiovaskuläre Begleiterscheinungen sind bei Trimipramin nur sehr schwach ausgeprägt (Lapierre et al., 1989). Die wichtigsten Nebenwirkungen werden hervorgerufen durch den sedierenden Effekt und die relativ starken anticholinergen Eigenschaften (Lapierre, 1989). Patienten klagen am häufigsten über Schläfrigkeit, Mundtrockenheit, verschwommenes Sehen, Schwindel und Obstipation (Lapierre et al., 1989; Assalian et al., 1989; Hohagen et al., 1994; Eap et al., 1992). Trimipramin scheint weniger epileptogen als viele andere Antidepressiva zu wirken (Gastpar, 89) und besaß in In-vitro-Studien sogar neuronal dämpfende Eigenschaften (Luchins et al., 1984). Trotzdem wurden klinisch Krampfanfälle beobachtet und auf diesbezügliche Vorerkrankungen ist beim Patienten zu achten (Settle und Ayd, 1980).

Aufgrund ihrer engen strukturellen Verwandtschaft besitzen trizyklische Antidepressiva viele pharmakokinetische Gemeinsamkeiten (Suckow und Cooper, 1984). Doxepin wird als gut fettlösliche Substanz schnell und fast vollständig aus dem Gastrointestinaltrakt resorbiert. Es weist jedoch mit lediglich 13 – 45 % die geringste Bioverfügbarkeit von allen trizyklischen Antidepressiva auf, da es in der Leber einem starken First-pass-Effekt mit hoher interindividueller Variabilität unterliegt (Pinder et al., 1977; Ereshefsky et al., 1988; Haritos et al., 2000). Die N-Demethylierung, die Ringhydroxylierung und die N-Oxidierung stellen die Hauptmetabolisierungswege von Doxepin dar (Pinder et al., 1977; Faulkner et al., 1983; Haritos et al., 2000). Der Großteil der Metaboliten wird glukuronidiert über die Niere ausgeschieden (Haritos et al., 2000). Die Plasmahalbwertszeit von Doxepin wird mit 8,2 - 24,5 h, die seines aktiven Metaboliten mit 28,5 - 80,7 h angegeben (Fachinformation Aponal^® 75/ Aponal^® 100, 1999).

Durch N-Demethylierung entsteht aus dem tertiären Amin Doxepin das sekundäre Amin N-Desmethyldoxepin, welches teilweise stärkere pharmakologische Aktivität besitzt als die Muttersubstanz (Pinder et al., 1977). Es ist bekannt, dass die Summe der Plasmaspiegel von Doxepin und seinem demethylierten Metaboliten eine höhere Korrelation mit dem therapeutischen Effekt aufweist als der Plasmaspiegel von Doxepin allein (Faulkner et al., 1982; Midha et al., 1991). Ein weiterer Metabolisierungsweg stellt die Ringhydroxylierung von sowohl Doxepin als auch N-Desmethyldoxepin dar. Dieser Schritt wird stereoselektiv mit Präferenz des Trans-Isomers vollzogen. Dementsprechend wird eine Akkumulierung des Zis-Isomers sowie eine mehr als doppelt so hohe Halbwertszeit im Vergleich zum Trans-Isomer beobachtet (Haritos et al., 2000, siehe Abbildung 2). Weitere in niedrigen Konzentrationen nachgewiesene Metaboliten sind Doxepin-N-Oxid und Di-Desmethyldoxepin. Hauptmetaboliten im Urin sind glukuronidiertes E-2-Hydroxy-Doxepin und E-2-Hydroxy-N-Desmethyldoxepin (Haritos et al., 2000).

Mehrere genetisch polymorphe Cytochrom P-450-Enzyme sind am Metabolismus von trizyklischen Antidepressiva beteiligt, was ihre große interindividuelle pharmakokinetische Variabilität erklären könnte. Es wurde nachgewiesen, dass insbesondere CYP2D6, CYP2C9, CYP2C19, CYP3A4 und CYP1A2 am Metabolismus der Strukturanaloga Amitriptylin, Nortriptylin, Clomipramin, Imipramin und Desipramin beteiligt sind (Mellström et al., 1986; Mellström et al., 1981; Kramer Nielsen et al., 1992; Madsen et al., 1995; Spina et al., 1997). Bei der Verstoffwechselung von Doxepin gilt das Enzym CYP2D6 als Schrittmacherenzym, das fast ausschließlich für die Ringhydroxylierung verantwortlich ist, während es bei der N-Demethylierung eine geringere Rolle spielt (Haritos et al., 2000). Diese wird vorrangig durch die Isoenzyme CYP1A2 und CYP3A4 katalysiert, wie In-vitro- und In-vivo-Studien nachwiesen (Haritos et al., 2000; Ereshefsky et al., 1988). Die polymorphen Enzyme CYP2C9 und CYP2C19 scheinen in geringerem Maß auch an dieser Reaktion beteiligt zu sein (Härtter et al., 2002). Abbildung 2 stellt einen Überblick über die Abbauwege von Doxepin und die vermutlich daran beteiligten Enzyme dar, wie sie u.a. von Haritos et al. vorgeschlagen wurden.

Abbildung 2: stereospezifische Abbauwege von Doxepin und beteiligte Enzyme (nach Haritos et al., 2000)

Trimipramin wird nach oraler Applikation schnell aus dem Magen-Darm-Trakt aufgenommen und erreicht den Spitzenplasmaspiegel nach 3,1 ± 0,6 h (Abernethy et al., 1983). Die Bioverfügbarkeit fällt wie bei anderen trizyklischen Antidepressiva mit 17,8 - 62,7 % relativ gering aus und weist eine hohe Schwankungsbreite auf (Abernethy et al., 1983). Wichtigste Metabolisierungswege sind wie auch schon bei Doxepin die N-Demethylierung und die Ringhydroxylierung (Suckow und Cooper, 1984). Hauptmetaboliten sind N-Desmethyltrimipramin, 2-Hydroxy-Trimipramin und 2-Hydroxy-N-Desmethyltrimipramin (Suckow und Cooper, 1984). N-Oxidierung, Dealkylierung sowie eine zweite Demethylierung von N-Desmethyltrimipramin sind wietere Abbauwege, die jedoch eine geringere Rolle spielen (Suckow und Cooper, 1984). Die Elimination von Trimipramin erfolgt hauptsächlich glukuronidiert über die Niere (Suckow und Cooper, 1984). Die Plasmahalbwertszeit beträgt nach oraler Gabe 24 ± 2,3 h (Abernethy et al., 1983).

Das Wissen um die Abbauwege von Trimipramin ist noch lückenhaft. In-vitro- und In-vivo-Studien belegen, dass die Ringhydroxylierung von Trimipramin hauptsächlich durch CYP2D6 katalysiert wird (Eap et al., 1992; Bolaji et al., 1993). Dieser Schritt scheint stereoselektiv mit Präferenz des L-Isomers zu sein (Eap et al., 2000). Bei der N-Demethylierung spielt CYP2D6 vermutlich eine untergeordnete Rolle. Lediglich zwei Studien in den letzten Jahren konnten eine mögliche Beteiligung von CYP2C19, CYP3A4 sowie CYP1A2 an der Demethylierung von Trimipramin nachweisen (Eap et al., 2000; Seifritz et al., 1994). Über das Enzym CYP2C9, das bei der N-Demethylierung anderer trizyklischer Antidepressiva eine wichtige Rolle spielt, gibt es bisher keine Studien (Kirchheiner et al., 2001). Einen Überblick über die Hauptabbauwege und die vermutlich beteiligten Enzyme gibt Abbildung 3.

Abbildung 3: Abbauwege von Trmipramin und beteiligte Enzyme (nach Eap et al., 2000)

Das Enzym Cytochrom P-450-2D6 ist das einzige funktionale Enzym aus der 2D-Familie (Kimura et al., 1989). Das Hämprotein besteht aus 497 Aminosäuren mit einem Molekulargewicht von ~ 55,8 kDa und wird hauptsächlich in der Leber exprimiert, aber auch in anderen Geweben wie Magen-Darm-Trakt, Niere oder Gehirn. Obwohl es am Cytochrom P-450-Gesamtgehalt der Leber nur einen Anteil von ungefähr 2 % besitzt (Shimada et al., 1994), werden etwa 25 % aller Medikamente von CYP2D6 metabolisiert (Bertz und Grannemann, 1997).

Typische Substrate von CYP2D6 sind schwache Basen, deren kationischer Bereich, häufig basischer Stickstoff, 5 - 7 Å entfernt liegt vom zu oxidierenden Kohlenstoffatom (Koymans et al., 1993; de Groot et al., 1997). Diese Eigenschaft weisen viele Substanzen auf, die an adrenergen, dopaminergen oder serotonergen Rezeptoren oder Transportern binden (Brockmöller et al., 2000), weswegen besonders kardiovaskulär wirkende und psychotrope Medikamente eine hohe Affinität zu CYP2D6 besitzen (Daly et al., 1996). In den letzten Jahren wurden auch endogene Substrate des CYP2D6 entdeckt, wie z.B. Tryptamin (Martinez et al., 1997) und Thyramin, das von CYP2D6 zu Dopamin hydroxyliert wird (Hiroi et al., 1998). Dieses Isoenzym wird im Zusammenhang mit der Pathogenese verschiedener neoplastischer und neurologischer Erkrankungen wie Lungenkrebs oder Parkinson-Erkrankung diskutiert, seit bekannt ist, dass auch neurotoxische Umweltgifte und Prokarzinogene zu seinen Substraten zählen (Gilham et al., 1997; Landi et al., 1996; Coutts und Urichuk, 1999; Rannug et al., 1995; Nebert, 1997). Eine Übersicht über die Substrate von CYP2D6 gibt Tabelle 1.

Tabelle 1: Nach Substanzklassen geordnete Substrate von CYP2D6 (nach Brockmöller et al., 2000; http://medicine.iupui.edu.flockhart/)

CYP2D6 hydroxyliert klinisch signifikant die wichtigsten trizyklischen Antidepressiva wie Amitriptylin, Desipramin, Imipramin und Clomipramin (Baumann et al., 1986; Spina et al., 1997; Madsen, 1995; Kramer Nielsen et al., 1992). Der Einfluss dieses polymorphen Enzyms auf den Metabolismus von Trimipramin und Doxepin ist jedoch erst teilweise geklärt. CYP2D6 scheint die Hydroxylierung von Trimipramin und Doxepin stereospezifisch zu katalysieren, aber nicht deren Demethylierung (Bolaji et al., 1993; Haritos et al., 2000). Es gibt bisher keine Daten über den quantitativen Anteil des Proteins an der Verstoffwechselung dieser Medikamente sowie die Abhängigkeit pharmakokinetischer Daten, wie beispielsweise First-pass-Effekt und systemische Clearance von dessen Polymorphismus.

Das CYP2D6-Gen bildet mit den zwei Pseudogenen CYP2D7 und CYP2D8 einen Komplex auf dem langen Arm des Chromosoms 22 (Genlocus 22q13.1). Es setzt sich aus 4378 Basenpaaren und 9 Exons zusammen (Kimura et al., 1989). Neben dem Wildtyp-Allel *1A sind mittlerweile mehr als 80 Allelvarianten bekannt, was den polymorphen Charakter dieses Enzyms unterstreicht (Daly et al., 1996; http:// dr.nelson.utmem.edu/ CytochromeP450.html). Abhängig von der jeweiligen Mutation kodieren die Allele für Enzyme mit normaler, erniedrigter oder gar keiner Aktivität. Einen Sonderstatus besitzt das Allel *2xN, was durch Duplikation eine erhöhte Enzymleistung besitzt (Daly et al., 1996). Die bei der autosomalen Vererbung entstandene Kombination eines väterlichen und eines mütterlichen Allels determiniert den CYP2D6-Phänotyp, so dass die Anzahl funktionaler Allele mit der Metabolisierungsaktivität korreliert. Träger von 0, 1, 2 oder ≥ 3 aktiven Allelen können somit in PMs (poor metabolizer), IMs (intermediate metabolizer), EMs (extensive metabolizer) und UMs (ultrarapid metabolizer) eingeteilt werden (Brockmöller et al., 2000).

Die Prävalenz der einzelnen Allele in einer Population weist eine hohe Variabilität zwischen Bevölkerungsgruppen auf. Bei Kaukasiern sind die häufigsten Allelvarianten *1 (36 %), *2 (32 %), *4 (20 %), *3 (2 %), *5 (2 %), *9 (2 %) und *6 (1 %), wohingegen die Allelfrequenz von *10 bei Ostasiaten etwa 50 % und von *17 bei Afrikanern etwa 34 % beträgt (Sachse et al., 1997; Ingelman-Sundberg et al., 1999; Bradford, 2002). In einer kaukasischen Population beträgt der Anteil von EMs ca. 50 %, von IMs ca. 40 %, von PMs 5 - 10 % und von UMs 1 – 2 % (Sachse et al., 1997). Auch hier imponiert eine große Heterogenität zwischen verschiedenen Bevölkerungsgruppen, wie ein Anteil von lediglich 1 % PMs in China oder 29 % UMs in Äthiopien verdeutlicht (Bertilsson et al., 1992; Aklillu et al., 1996).

Der CYP2D6-Polymorphismus besitzt einen signifikanten Effekt auf die Pharmakokinetik der meisten trizyklischen Antidepressiva (Kirchheiner et al., 2001). In zahlreichen Studien wiesen CYP2D6-PMs um mehr als 50 % reduzierte orale Clearances sowie bis zu zehnfach höhere Plasmaspiegel für die entsprechenden Psychopharmaka auf als CYP2D6-EMs (Kirchheiner et al., 2003; Bertz und Grannemann, 1997). Folglich sind Langsammetabolisierer dieses Isoenzyms vermehrt gefährdet, bei der Einnahme von Substanzen mit einer geringen therapeutischen Breite, wie sie trizyklische Antidepressiva darstellen, unerwünschte Nebenwirkungen zu erleiden. In der Tat wurde von einem erhöhten Risiko für medikamenteninduzierte Anfälle bei der Gabe von Antidepressiva im Zusammenhang mit der CYP2D6-Aktivität berichtet (Kirchheiner et al., 2004).

Das Ziel zahlreicher pharmakogenetischer Arbeiten heutzutage ist die Erforschung des Einflusses des CYP2D6-Polymorphismus auf die antidepressive Pharmakotherapie, um dem Kliniker praktische Hilfestellung bei konkreten Therapieentscheidungen zu geben. Neben der Entwicklung preisgünstiger und zeitnaher Methoden zur Genotypisierung des Patienten, wie z.B. Bedside-Genotypsierungs-Chips, steht die Erforschung des Einflusses des CYP2D6-Genotyps auf die Pharmakokinetik und –dynamik von Antidepressiva im Vordergrund. So kann man mithilfe der Ergebnisse klinischer pharmakokinetischer Studien der letzten Jahre Dosisanpassungen für eine Anzahl trizyklischer Antidepressiva berechnen, die in Abhängigkeit vom CYP2D6-Genotyp prozentuale Angaben der Normaldosis geben. Hierbei werden die Genotyp-bedingten Unterschiede in der Clearance der Substanzen ausgeglichen (Bioäquivalenzprinzip), um einen möglichst konstanten interindividuellen Medikamentenplasmaspiegel zu erreichen (Kirchheiner et al., 2001, Kirchheiner et al., 2003, siehe Abbildung 4). Ähnliche Dosisempfehlungen für Doxepin und Trimipramin fehlen, da für diese zwei Medikamente bislang keine entsprechenden Daten vorliegen.

Es ist bekannt, dass der CYP2D6-Polymorphismus nicht nur Auswirkungen auf metabolisierende Enzyme von Antidepressiva, sondern auch auf Neurotransmitterrezeptoren und -transporter sowie weitere Zielmoleküle im Gehirn besitzt (Kirchheiner et al., 2004). Diese Mechanismen scheinen wesentlich komplexer zu sein und ihre Erforschung befindet sich erst am Anfang. Ihr genaues Verständnis ist eine Voraussetzung, um die individuelle Reaktion eines Patienten bei Gabe eines Antidepressivums verlässlich vorherzusagen. Insofern sind Studien über den Einfluss des CYP2D6-Genotyps auf die Pharmakokinetik eines Medikaments als eine Annäherung zu einer individualisierten Pharmakotherapie zu sehen, denen in den nächsten Jahren jedoch weitere Arbeiten zur Validierung der gewonnen Ergebnisse folgen müssen.

Abbildung 4: Dosisanpassungen von trizyklischen Antidepressiva in Abhängigkeit vom CYP2D6-Genotyp. Die Empfehlungen werden als Prozentwert der vom Hersteller empfohlenen Dosis angegeben (nach Kirchheiner et al., 2004).

Das Cytochrom P-450-2C9 gehört zur Subfamilie 2C, welche aus vier Isoenzymen besteht. Bei den weiteren Mitgliedern handelt es sich namentlich um CYP2C8, CYP2C18 und CYP2C19 (Goldstein und de Morais, 1994). Die Subfamilie 2C macht beim Menschen etwa 20 % des Gesamtgehalts der Leber an Cytochrom P-450-Enzymen aus (Shimada et al., 1994) und trägt zu etwas 18 % zu dem von Cytochrom P-450-Enzymen katalysierten Medikamentenstoffwechsel bei (Wolf und Smith, 1999). Die Gene der vier Isoenzyme gruppieren sich auf dem Chromosom 10 in der Region 10q24.2 (Meehan et al., 1988) und liegen in der Reihenfolge Zentromer-RBP4 (Serum-Retinol-bindendes-Protein-Gen)-2C18-2C19-2C9-2C8-Telomer vor (Gray et al., 1995). Obwohl die einzelnen Isoenzyme mit mehr als 82 % eine hohe Homologie in ihrer Aminosäuresequenz aufweisen (Goldstein und de Morais, 1994), gibt es nur wenige Überschneidungen in ihrer Substratspezifität (Wrighton und Stevens, 1992). Das CYP2C9 ist ein primär in der Leber lokalisiertes Enzym und stellt hier mit etwa 60 % den Großteil der Isoenzyme der CYP2C-Familie (Goldstein und de Morais, 1994). In etwa 200-fach geringerer Menge konnte es bisher nur noch im Intestinum gefunden werden (de Waziers et al., 1990). Das aus insgesamt neun Exons sich zusammensetzende Gen kodiert für ein Hämprotein von 490 Aminosäuren und einer Masse von ~ 52 kDa (Goldstein et al., 1994).

CYP2C9 metabolisiert eine Anzahl klinisch relevanter Medikamente. Eine Auswahl der zahlreichen Substrate, die in den letzten Jahren identifiziert wurden, bietet Tabelle 2. Es gibt Anzeichen, dass CYP2C9 die Metabolisierung von Antidepressiva katalysiert. In vitro konnte nachgewiesen werden, dass CYP2C9 an der N-Demethylierung des trizyklischen Antidepressivums Amitriptylin sowie des SSRI Fluoxetin signifikant beteiligt ist (Ghahramani et al., 1997, von Moltke et al., 1997; Venkatakrishnan et al., 1998). Eine neuere Studie ergab Hinweise, dass CYP2C9 die N-Demethylierung von Doxepin katalysiert (Härtter et al., 2002). Über den Zusammenhang von CYP2C9 und trizyklischen Antidepressiva existieren bislang nur wenige In-vitro-Arbeiten und keine klinischen Studien (Kirchheiner et al., 2001).

Tabelle 2: nach Substanzklassen geordnete Substrate von CYP2C9 (nach Brockmöller et al., 2000; http://medicine.iupui.edu/flockhart/).

Bis auf wenige Ausnahmen ähneln sich die meisten Substrate strukturell. Es handelt sich in der Regel um schwache Säuren mit einem pKa-Wert zwischen 3,8-8,1, bei denen der anionische Bereich ~ 7 Å entfernt liegt von dem Kohlenstoffatom, das in der Phase-I-Reaktion oxidiert wird. Interaktionen zwischen der elektronegativeren Gruppe des Substrats und der elektropositiveren Gruppe des Enzyms scheinen in hohem Maße die Affinität des Substrats zu beeinflussen, von CYP2C9 metabolisiert zu werden (Mancy et al., 1995; BC Jones et al., 1996; HP Jones et al., 1996). Zur Erkennung der unterschiedlichen zu verstoffwechselnden Substrate dienen dem Isoenzym CYP2C9 insgesamt sechs Substraterkennungsstellen (SRS, Substrate recognition sites), die durchschnittlich eine Größe von lediglich zwölf Aminosäuren besitzen (Gotoh et al., 1992).

Bereits 1964 wurde im Zusammenhang mit familiär auftretenden starken Nebenwirkungen bei der Einnahme von Phenytoin eine erblich bedingte insuffiziente Hydroxylierung dieses Antiepileptikum diskutiert (Kutt et al., 1964). Eine pharmakogenetische Studie zur Metabolisierung des Sulfonylharnstoffs Tolbutamid bei insgesamt 50 Patienten und Probanden ergab einen bis zu 9-fachen Unterschied in der Tolbutamid-Clearance und eine trimodale Verteilung der Tolbutamideliminierungsraten. Die Autoren stellten für die Probanden mit verringerter Clearance eine defiziente Hydroxylierung von Tolbutamid fest und vermuteten, dass ein genetischer Polymorphismus des verstoffwechselnden Enzyms ihren Beobachtungen zugrunde liegen könne (Scott und Poffenbarger, 1979).

In der Folge konnte nachgewiesen werden, dass die Hydroxylierung von Phenytoin und Tolbutamid durch das gleiche Enzym katalysiert wird und es sich hierbei um CYP2C9 handelt (Relling et al., 1990). Neben dem Wildtyp wurden noch mindestens 5 funktionell unterschiedlich wirksame Allelvarianten dieses Enzyms entdeckt (Lee et al., 2002, http://www.imm.ki.se/CYPalleles/cyp2c9.htm). Während zahlreiche In-vitro- und In-vivo-Arbeiten über den Einfluss der Allele *2 und *3 auf die Pharmakokinetik von Medikamenten veröffentlicht wurden, existieren über die Allele *4, *5 und *6 nur spärliche In-vitro- bzw. Einzelfall-Studien (Lee et al., 2002; Ieiri et al., 2000; Dickmann et al., 2001; Kidd et al., 2002). Die Prävalenz der einzelnen CYP2C9-Allele unterliegt erheblicher interethnischer Varianz. Während die Allele *2 und *3 bei Afrikanern und Ostasiaten praktisch nicht vorkommen, wurden die Allele *4, *5 und *6 bisher noch nicht bei Kaukasiern gefunden und somit bei der vorliegenden Arbeit vernachlässigt. Einen Überblick über die prozentuale Verteilung der auf den Allelen *1, *2 und *3 basierenden CYP2C9-Polymorphismen in verschiedenen ethnischen Bevölkerungen gibt Tabelle 3.

Tabelle 3: Prozentuale Anteile des CYP2C9-Genotyps in einzelnen ethnischen Populationen (nach Lee et al., 2002)

Die Allele *2 und *3 entstehen durch einzelne Punktmutationen der chromosomalen DNA (single nucleotide polymorhpisms, SNPs), welche den Austausch von jeweils einer Aminosäure an Position 144 bzw. 359 der Aminosäurekette zur Folge haben. Der Wildtyp CYP2C9*1 besitzt in der Position 144 seiner Aminosäurenkette die Aminosäure Arginin, an Position 359 die Aminosäure Isoleucin (Arg¹⁴⁴/Ile³⁵⁹). Bei CYP2C9*2 ist das Arginin durch Cytosin ersetzt (CYP2C9*2Cys¹⁴⁴/Ile³⁵⁹), bei CYP2C9*3 das Isoleucin durch Leucin (CYP2C9*3Arg¹⁴⁴/ Leu³⁵⁹).

Die einzelnen Allelvarianten weisen unterschiedliche Enzymaktivitäten auf. Zahlreiche Arbeiten belegen, dass sowohl *2 als auch *3 die Clearances zahlreicher klinisch relevanter Medikamente (siehe Tabelle 2) in vitro signifikant senken und Nebenwirkungen bei Medikamenten mit geringer therapeutischer Breite vermehrt eine Senkung der Dosis in vivo erforderlich machen (Lee et al., 2002; Goldstein, 2001; Takanashi et al., 2000). Das Ausmaß der Aktivitätsänderung der CYP2C9-Mutationen ist unklarer als im Falle von CYP2D6, da einerseits die Enzyme weiterhin eine Restaktivität besitzen und andererseits diese in hohem Maße substratspezifisch und somit nicht für alle Medikamente verallgemeinerbar ist. In-vitro-Studien ergaben Clearance-Verminderungen von 8 – 94 % bei *2 und von 71 – 97 % bei *3 (Lee et al., 2002). Klinische Studien zeigten jedoch, dass der Genotyp *3/*3 die geringste metabolische Aktivität aufweist, weswegen wir ihn in der vorliegenden Arbeit dem Phänotyp des CYP2C9-Langsammetabolisierers zugrunde legten. Das Ziel dieser klinischen Studie ist es, herauszufinden, ob der CYP2C9-Polymorphismus sich signifikant auf den Metabolismus von Trimipramin und Doxepin auswirkt, diesen Einfluss zu quantifizieren und gegebenenfalls eine Dosisanpassung in dessen Abhängigkeit zu berechnen.

Das Cytochrom P-450-2C19 gehört wie das vorher betrachtete CYP2C9 zur Subfamilie 2C und ist somit vorrangig in der Leber lokalisiert (Goldstein und de Morais, 1994). Ebenso wie das CYP2C9-Gen setzt sich das CYP2C19-Gen aus neun Exons zusammen und kodiert für ein Hämprotein von 490 Aminosäuren, welches mit ~ 48 kDa geringfügig leichter ist (Goldstein und de Morais, 1994) Trotz einer Homologie in der Proteinstruktur von 96 % mit CYP2C9 (Goldstein und de Morais, 1994) besitzen die Isoenzyme nur geringe Überschneidungen hinsichtlich der Substratspezifität (Wrighton und Stevens, 1992). Obwohl es mit einem Anteil von lediglich 1 % an der Gesamtmenge an CYP2C-Enzymen in der Leber die geringste Konzentration der vier Isoenzyme aufweist (Goldstein und de Morais, 1994), ist CYP2C19 an der Metabolisierung einer Vielzahl klinisch wichtiger Medikamente beteiligt. Einen Überblick über einige der bisher bekannten Substrate bietet Tabelle 4.

Tabelle 4: nach Substanzklassen geordnete Substrate von CYP2C19 (nach Brockmöller et al., 2000; http://medicine.iupui.edu/flockhart/)

Schon vor etwa zwanzig Jahren wurde bei einer klinischen pharmakogenetischen Studie eine Beteiligung von CYP2C19 an der Verstoffwechselung von Amitriptylin beobachtet (Baumann, et al., 1986). In den folgenden Jahren erbrachten weitere In-vitro- und In-vivo-Studien den Nachweis, dass CYP2C19 signifikant die Seitenketten-N-Demethylierung weiterer trizyklischer Antidepressiva wie Clomipramin und Imipramin katalysiert (Venkatakrishnan et al., 1998; Nielsen et al., 1992; Skjelbo et al., 1993; Koyama et al., 1996; Madsen et al., 1997; Härtter et al., 2002). Daten zum Einfluss von CYP2C19 auf die die Metabolisierung von Trimipramin und Doxepin sind spärlich. Zwei unlängst erschienene Studien wiesen jedoch nach, dass CYP2C19 auch an der N-Demethylierung von Trimipramin und Doxepin beteiligt ist (Eap et al., 2000, Härtter et al., 2002), was aufgrund der Strukturanalogie von trizyklischen Antidepressiva plausibel erscheint.

1984 konnte durch klinische Studien demonstriert werden, dass die Hydroxylierung des Antikonvulsivum Mephenytoin einem autosomal rezessiv vererbten genetischen Polymorphismus unterliegt, welcher bei etwa 5 % der untersuchten Probanden eine defekte S-Mephenytoin 4´-Hydroxylase zur Folge hatte (Küpfer und Preisig, 1984). Etwa zehn Jahre später wurde nachgewiesen, dass es sich bei diesem Enzym um CYP2C19 handelt (Wrighton et al., 1993). Primär zwei Allelvarianten, CYP2C19*2 und CYP2C19*3, sind für den genetischen Defekt verantwortlich (Goldstein und de Morais, 1994). CYP2C19*2 liegt eine Punktmutation (G→A) des Basenpaares 681 in Exon 5 zugrunde, welche ein frühzeitiges Stop-Codon zur Folge hat. Hieraus resultiert ein verkürztes Protein mit einer Größe von lediglich 234 Aminosäuren, das über keine Häm-Bindungsstelle verfügt und somit inaktiv ist (Goldstein und de Morais, 1994). Ein ähnlicher Mechanismus ist für das CYP2C19*3 verantwortlich. Aufgrund einer Punktmutation des Basenpaares 636 (G→A) entsteht ein inaktives Protein aus 211 Aminosäuren (Goldstein und de Morais, 1994). Weitere seltenere Allelvarianten, wie CYP2C19*4 (Ferguson et al., 1998) und CYP2C19*5 (Ibeanu et al., 1998) wurden in den letzten Jahren entdeckt.

In Abhängigkeit von 0,1 oder 2 aktiven Wildtypallelen wird der Phänotyp eines Individuums entsprechend als CYP2C19-Langsam-, Intermediär- oder Schnellmetabolisierer definiert (Brockmöller et al., 2000). Der genetische Polymorphismus von CYP2C19 weist eine hohe interethnische Heterogenität auf. Während 13 – 25 % der Ostasiaten zur Gruppe der PMs gehören, sind nur 2 – 5 % der Kaukasier Langsammetabolisierer und etwa 20 % Intermediärmetabolisierer. Die zwei defekten Allele *2 und *3 sind für mehr als 99 % der PMs bei Ostasiaten verantwortlich, aber nur für 87 % der Kaukasier (Ferguson et al., 1998). Weitere defekte Allele wurden in den letzten Jahren nur bei Kaukasiern entdeckt wie beispielsweise *4, das bei ungefähr 3 % der kaukasischen PMs gefunden wurde (Ibeanu et al., 1998). Aufgrund ihres seltenen Vorkommens besitzen sie jedoch vernachlässigbare klinische Relevanz. Da bei der Durchführung der vorliegenden Arbeit eine Probandengruppe aus einer rein kaukasischen Population rekrutiert wurde, beschränkte sich die Genotypisierung auf die Detektion der Allele CYP2C19*1 und *2, sollte jedoch bei Einschluss von Asiaten auf CYP2C19*3 ausgeweitet werden (Brockmöller et al., 2000).

Abbildung 5: Dosisanpassungen von trizyklischen Antidepressiva in Abhängigkeit vom CYP2C19-Genotyp. Die Empfehlungen werden als Prozentwert der vom Hersteller empfohlenen Dosis angegeben (nach Kirchheiner et al., 2004).

Bisherige Studien mit trizyklischen Antidepressiva ergaben einen klinisch signifikanten Einfluss des CYP2C19-Polymorphismus auf deren Pharmakokinetik. Im Durchschnitt wiesen CYP2C19-PMs die doppelte AUC als EMs auf und entsprechend wurde eine Dosisanpassung von etwa 60 % und 110 % der Normaldosis für PMs bzw. EMs berechnet (Kirchheiner et al., 2004, siehe Abbildung 5). Klinische Studien zum Ausmaß des CYP2C19-Polymorphismus auf die Metabolisierung von Doxepin und Trimipramin existieren bislang keine.

Dieser Arbeit liegt eine kontrollierte offene prospektive Studie an 42 gesunden Probanden zugrunde, die in Abhängigkeit ihres CYP2D6-, CYP2C19- bzw. CYP2C9- Genotyps in 6 Gruppen eingeteilt werden und bezüglich pharmakokinetischer Unterschiede nach oraler Einnahme einer Einmaldosis Doxepin und Trimipramin mit der Gruppe der Wildtyp-Träger dieser Polymorphismen verglichen werden. Die Studie wurde nach Zustimmung der lokalen Ethikkommission gemäß den Richtlinien der Good Clinical Practice am Institut für klinische Pharmakologie der Charité durchgeführt. Die teilnehmenden Probanden wurden durch die die Studien betreuenden Ärzte und Doktoranden schriftlich und mündlich aufgeklärt und gaben ihre schriftliche Einwilligung zur Teilnahme an der Studie.

Es wurden 9 Frauen und 33 Männer nach ihrem CYP2D6-, CYP2C9- und CYP2C19-Genotyp aus einem Kollektiv von 516 genotypisierten Individuen ausgesucht und in 6 Gruppen nach folgendem Schema eingeteilt: jeweils 8 bzw. 7 Träger eines inaktiven Allels (intermediäre Metabolisierer) und 8 bzw. 7 Träger von zwei inaktiven Allelen (langsame Metabolisierer) der Gene CYP2D6 bzw. CYP2C19 und 4 Probanden, die den langsam metabolisierenden Genotyp *3/*3 für CYP2C9 aufwiesen. Als Kontrolle diente eine Gruppe aus 8 Probanden, die Träger zweier aktiver (Wildtyp) Allele jedes der drei untersuchten Gene waren. Das Durchschnittsalter betrug 37 Jahre (22 -66 Jahre), das durchschnittliche Gewicht 76 kg (55 – 110 kg) und der Body-Mass-Index 23. Die demografischen Daten und die Genotypen der Studienteilnehmer sind in Tabelle 5 aufgelistet. Alle Probanden waren Nichtraucher. Da genetische Untersuchungen zum Arzneimittelstoffwechsel durchgeführt wurden, sollten alle Studienteilnehmer aus einer einheitlichen Population, in diesem Falle kaukasischer Abstammung, sein, um das Risiko systematischer Fehler zu verringern. Es wurde eine Anamnese, eine allgemeinärztliche Untersuchung sowie ein Routinelaborscreening durchgeführt. Im Rahmen dieser Laboruntersuchung wurde ein kleines Blutbild mit Bestimmung von Hb, Hämatokrit, Erythrozyten- und Leukozytenzahl durchgeführt sowie Gerinnungsparameter, Elektrolyte, GOT, GPT, γ-GT, AP, Quick-Wert, Albumin, gesamtes Bilirubin, Harnstoff und Kreatinin ermittelt. Zum Ausschluss einer Hepatitis A oder B wurden HbsAg und Anti-HCV bestimmt. Darüber hinaus wurde ein HIV-Test durchgeführt und bei Frauen Beta-HCG zum Ausschluss einer Schwangerschaft gemessen. Die Probanden erhielten schriftliche und mündliche Erläuterungen zu Studieneinschränkungen und Ernährungshinweisen.

^$ : Ein EM von CYP2D6 wies eine Genduplikatur in Kombination mit einem defizienten CYP2D6-Allel auf. Diesen Genotyp betrachteten wir als äquivalent zu zwei aktiven Allelen.

Tabelle 5: Genotyp und demografische Daten der Studienteilnehmer

Als Ausschlusskriterien galten alle körperlichen und seelischen Erkrankungen und jegliche Medikamenteneinnahme. Insbesondere Erkrankungen oder vorausgegangene Operationen des Magen-Darm-Trakts, der Niere und der Leber waren strenge Ausschlusskriterien, da sie Einfluss auf die Pharmakokinetik der Medikamente nehmen können. Aufgrund der erhöhten Gefahr kardialer und zentralnervöser Nebenwirkungen wurden Probanden mit neurologischen, insbesondere epileptischen, Erkrankungen sowie Erkrankungen des Reizleitungssystems des Herzens von der Studie ausgeschlossen. Da Ethanol, Tabakrauch und begleitende Medikamenteneinnahme die Aktivität von Cytochrom-Enzymen beeinflussen, galten diese Faktoren als Ausschlusskriterien. Einen Überblick gibt Tabelle 6.

Tabelle 6: Körperliche Erkrankungen und weitere Ausschlusskriterien

Frauen, die orale Kontrazeptiva einnahmen oder schwanger waren, wurden von der Teilnahme ausgeschlossen. Darüber hinaus konnten keine Probanden in die Studie eingeschlossen werden, die innerhalb der zurückliegenden zwei Monate vor Studienantritt an einer anderen Arzneimittelstudie teilgenommen oder aber Blut gespendet hatten, bei denen anamnestisch eine Arzneimittelallergie bekannt war oder die ganz allgemein klinische Befunde aufwiesen, die eine Teilnahme an der Studie hätten beeinträchtigen können.

Die zu untersuchenden Substanzen wurden als orale Einmaldosen verabreicht. Die Probanden erhielten zu den jeweiligen Terminen 75 mg Doxepin (Aponal^® 75, Roche, Grenzach-Wyhlen, Deutschland) oder 75 mg Trimipramin (Stangyl^® 75, Aventis, Frankfurt, Deutschland), was einer üblichen Einstiegsdosis bei Behandlungsbeginn entspricht.

Jeweils 3 Tage vor der Applikation des Medikaments bis nach der letzten Blutentnahme sollten die Patienten den Genuss Xanthin-haltiger Speisen und Getränke wie Schokolade, Bananen, Tee, Kaffee oder Coca Cola auf ein Minimum reduzieren, da Xanthine eine induzierende Wirkung auf Cytochrom-Enzyme ausüben. Die Einnahme von Drogen und Alkohol sowie der Verzehr von Grapefruitsaft oder –früchten war in diesem Zeitraum komplett untersagt. Am Einnahmetag sollten die Probanden von 22 Uhr des Vortages bis 4 h nach Medikamentenapplikation nüchtern bleiben. In diesem Zeitraum war Mineralwasser nach Belieben erlaubt und bei Hypoglykämiesymptomen Traubenzucker nach Absprache mit den die Studien begleitenden Ärzten.

Die Studienteilnehmer verpflichteten sich nach ausführlicher Aufklärung schriftlich, die Studieneinschränkungen einzuhalten. Unmittelbar vor der Einnahme der Testsubstanzen wurden die Probanden zu ihrem aktuellen gesundheitlichen Zustand sowie zu den diätetischen Maßnahmen befragt. Sie wurden darauf hingewiesen, dass im Verdachtsfall Blut- und Urinkontrollen zur Überprüfung ihrer Angaben durchgeführt und sie im Falle eines positiven Testergebnisses mit sofortiger Wirkung aus der Studie ausgeschlossen werden würden. Die Medikamentenapplikation erfolgte im Beisein eines Arztes.

Alle Probanden waren vor Studienbeginn über die häufigsten Nebenwirkungen ausführlich aufgeklärt und schriftlich informiert worden, ebenso wurde ihnen mitgeteilt unter welcher Telefonnummer der Studienarzt und Studienleiter während der gesamten Untersuchung erreichbar sei.

Die Kinetikmessung erstreckte sich über jeweils 72 Stunden. In diesem Zeitraum erfolgten insgesamt 13 Blutentnahmen. Am ersten Kinetiktag wurden die Probanden stationär aufgenommen, während an den weiteren 3 Tagen die Blutentnahmen ambulant geschahen. Vor der Medikation am ersten Tag erhielten die Studienteilnehmer eine venöse Verweilkanüle, mit der nach 0, 0,5, 1, 2, 3, 4, 6, 8 und 10 Stunden jeweils 8 ml EDTA-Blut zur Bestimmung des Medikamentenspiegels und seiner Metaboliten gewonnen wurde. 4 Stunden nach der Medikamenteneinnahme war es den Probanden erlaubt, erstmals eine Mahlzeit zu sich zu nehmen. Nach der letzten Blutentnahme wurde der venöse Zugang entfernt, woraufhin die Probanden das Institut verlassen konnten. Die folgenden 4 Blutentnahmen waren auf 24, 36, 48 und 72 Stunden nach der Medikation angesetzt, bei denen jeweils noch eine 8ml-EDTA-Monovette durch Punktion einer Armvene entnommen wurde. Das Gesamtvolumen des entnommenen Bluts betrug folglich rund 104 ml pro Medikament. Der Abstand zwischen zwei Medikamentenverabreichungen betrug mindestens 21 Tage, was mehr als 5 Halbwertszeiten der Substanzen und ihrer Metaboliten entspricht.

Während der Kinetikmessungen aufgetretene Nebenwirkungen wurden insgesamt 4-mal je Medikament erhoben. Um kardiale Begleiterscheinungen zu erfassen, wurden vor der Medikation sowie 3 h, 10 h und 72 h danach ein EKG geschrieben und der Blutdruck gemessen. Zur Erfassung weiterer unerwünschter Medikamenteneffekte sollten die Probanden zu den gleichen Zeitpunkten Fragebögen zur Selbstbeurteilung bezüglich Vigilanz, Nervosität, Akkomodationsvermögen, Schüttelfrost, Schwitzen, Zittern, Kopfschmerzen, Schwindel, Herzklopfen, Übelkeit und Mundtrockenheit ausfüllen. Alle Nebenwirkungen wurden in offenen Fragebögen, die keine Rückschlüsse auf das verabreichte Medikament zuließen, schriftlich dokumentiert.

Die erhobenen Daten (Anamnese, Laborergebnisse, unerwünschte Arzneimittelnebenwirkungen, Blutentnahme- und Laborprotokolle) wurden in Case Report Forms (CRFs) eingetragen, die zusammenhängend für 15 Jahre im Institut für Klinische Pharmakologie der Charité aufbewahrt werden. Eine Entnahme einzelner Blätter ist nicht gestattet.

Die Probandendaten wurden in anonymisierter Form erhoben. Jeder Proband erhielt eine individuelle Code-Nummer. Die Zuordnung von Proband und Code ist nur den an der Studie mitarbeitenden Doktoranden und Ärzten bekannt und wird nicht an Dritte weitergegeben. Die Daten sind computergesteuert verwaltet und gespeichert. Ein Datenzugriff anderer auf die personenbezogenen Daten ist nur nach Genehmigung durch die Probanden selbst möglich.

Die in der Studie verwendeten Medikamente wurden bei den einzelnen Probanden in unterschiedlicher Reihenfolge gegeben, um systematische Fehler wie Ermüdung oder Gewöhnung im Verlauf der Gesamtstudie zu verringern. Eine Blindung wurde nicht vollzogen, da die Hauptzielgröße der Studie, der Plasmamedikamentenspiegel, nicht von der subjektiven Wahrnehmung der Probanden oder Studienärzte abhängig ist. Subjektiv erhobene Daten wie die offenen Fragebögen zu den Medikamentennebenwirkungen wurden dokumentiert, besitzen jedoch keine Beweiskraft. Hinsichtlich wesentlicher Einflussgrößen wie Körpergewicht, Geschlecht oder Alter erfolgte eine Adjustierung, so dass die Gruppe der Langsammetabolisierer jeweils vergleichbare Eigenschaften wie die Kontrollgruppe aufwies.

Gemäß den Vorschriften des Arzneimittelgesetzes waren die Probanden über 500000 € gegen die bei Blutabnahmen potenziell auftretenden Schäden sowie gegen die nicht therapeutisch indizierte Einnahme der Testsubstanzen versichert.

Die Blutproben wurden unmittelbar nach der Entnahme zehn Minuten bei 5000 U/min zentrifugiert und das so gewonnene Blutplasma wurde bis zur Weiterverarbeitung bei -20° C in Eppendorf-Cups gelagert.

Zu mindestens 3 ml aufgetautem Vollblut wurden 35 ml Ery-Lyse-Puffer dazugegeben und kurz gemischt. Durch diesen Vorgang werden die kern- und DNA-losen Erythrozyten zerstört, während kernhaltige Blutbestandteile aufgrund ihrer höheren Membranstabilität intakt bleiben. Um das DNA-haltige Zellsediment zu isolieren und für die DNA-Extraktion vorzubereiten, wurden die Proben anschließend für 30 min bei 2000 U/min zentrifugiert, der Überstand verworfen und nach Zugabe von 1,5 ml TEN-Puffer (bestehend aus Tris/HCl, EDTA und NaCl) bei -20° C eingefroren.

In einem zweiten Schritt konnte die in den Leukozyten enthaltene DNA mithilfe des Phenol-Chloroform Verfahrens extrahiert werden. Hierzu mussten zuerst die Zellsedimente mit 1,5 ml Lyse-Puffer und 100 μl Proteinase-K-Lösung bei 37° C für 12 h verdaut werden. Zur Ausfällung der Proteine versetzte man das Reagens mit 1,5 ml einer Phenol-/ Chloroform-Lösung und zentrifugierte es. Zur Eliminierung verbliebener Lipidbestandteile wurde im Rahmen der Chloroform-Nachextraktion die obere wässrige Phase abpipettiert und nochmals mit 1,5 ml Chloroform versetzt und zentrifugiert. Danach folgte die DNA-Präzipitation. 2 ml des Überstands wurden mit 6 ml 96%-igem Ethanol und 100 μl 3M Natriumacetat (pH 5,5) überpipettiert und zentrifugiert, woraufhin die ausgefällte DNA schließlich am Boden der Gefäße haftete. Der Überstand wurde abgegossen, die DNA durch Zugabe von 3 ml 70%-igem Ethanol gewaschen und wiederum zentrifugiert. Nachdem der dabei entstehende Überstand abgegossen worden war, wurden die Proben für 30 min auf dem Kopf stehend auf Zellstoffpapier gestellt, so dass der verbliebene Alkohol abtropfen und verdunsten konnte. Abschließend wurde die DNA in TEN-Puffer (10 mM Tris-Puffer / 1 mM EDTA, pH 8) aufgelöst bei 4° C bis zur PCR in sterilen Reaktionsgefäßen aufbewahrt.

Bei der PCR handelt es sich um eine In-vitro-Technik, die eine milliardenfache Vervielfältigung von spezifischen DNA-Sequenzen in zellfreiem Milieu ermöglicht und diese somit für weitere Analyseverfahren zugänglich macht. Zur Durchführung einer PCR wird in einem Thermocycler, der die vollautomatische Steuerung von Temperaturzyklen gewährleistet, eine Reaktionspufferlösung mit folgenden Stoffen gegeben: eine geringe Menge doppelsträngige DNA, eine hitzestabile DNA-Polymerase (sog. Taq-Polymerase), die bei Temperaturen von 90 - 95° C nicht denaturiert, Desoxyribonukleosidtriphosphate (dATP, dCTP, dGTP, dTTP) sowie zwei synthetische Oligonucleotid-Primer, die zu Sequenzen beiderseits des DNA-Abschnittes, den man vervielfältigen möchte, komplementär sind. Das Prinzip lässt sich vereinfacht in 3 Schritte einteilen (siehe Abbildung 6). Im ersten Schritt werden beide Stränge der DNA durch Temperaturerhöhung auf 94° C getrennt (Denaturierung). Nach Abkühlung auf 57 - 60° C binden die Primer im zweiten Schritt an die entsprechenden Stellen der einsträngigen DNA-Matrize (Hybridisierung). Im dritten Schritt erfolgt bei einer für die Funktion der DNA-Polymerase optimalen Reaktionstemperatur die Verlängerung der Primer und die Synthese komplementärer DNA-Sequenzen (DNA-Synthese). Am Ende dieses Zyklus, der etwa 5 min dauert, liegen 2 neu synthetisierte Doppelstränge vor, die zunächst noch keine definierte Länge haben. Da sie aber im nächsten Zyklus selbst als Matrizen verwendet werden und an ihren Enden die Oligonukleotidsequenz der Primer tragen, entstehen ab dem dritten Durchlauf nur noch Produkte gewünschter Länge. Ab dem vierten Durchlauf erfolgt eine exponentielle Amplifizierung der Zielsequenz. Nach über 30 Durchläufen liegt die DNA theoretisch 2³⁰-mal vor. Der Vorteil an dieser Synthesemethode ist, dass die Taq-Polymerase hitzestabil ist und somit die aufeinander folgenden Denaturierungs- und Hybridisierungsschritte einander abwechseln können, ohne dass zwischendurch neues Enzym beigefügt werden muss.

Abbildung 6: Amplifizierung einer spezifischen DNA-Sequenz durch die Polymerase-Kettenreaktion

Die so entstandenen amplifizierten DNA-Stücke werden zum Zweck der RFLP-Analyse mit Restriktionsendonukleasen verdaut. Dies sind Enzyme, die die DNA sequenzspezifisch schneiden und somit in der Regel DNA-Fragmente ähnlicher Länge produzieren. Jedoch können individuelle Unterschiede in der Nucleotid-Sequenz Schnittstellen von Restriktionsendonukleasen betreffen, so dass allele Genombereiche in unterschiedliche Fragmente zerlegt werden. Das Vorliegen unterschiedlich langer DNA-Fragmente nach Verdau durch Restriktionsenzyme wird als Restriktionsfragmentlängenpolymorphismus bezeichnet. Die vervielfältigte und geschnittene DNA kann im nächsten Schritt durch eine Agarosegelelektrophorese untersucht werden. Die Fragmente wandern abhängig von ihrer Größe unterschiedlich schnell durch die netzähnlichen Polysaccharidstrukturen des Agarosegels und werden schließlich durch intercalierende Farbstoffe wie Ethidiumbromid sichtbar gemacht. Dieses Verfahren dient der gezielten Suche bekannter Mutationen mithilfe spezifischer Enzyme, wie beispielsweise der dieser Arbeit zugrunde liegenden CYP2D6-, CYP2C9- und CYP2C19- Polymorphismen.

Die Bestimmung der CYP2D6-Allele erfolgte mittels PCR-RFLP-Tests, wie sie von Sachse et al. beschrieben worden sind. Hierbei reichen 5 PCR-RFLP-Reaktionen aus, um die Allele *3, *4, *5, *6, *8, *12, *14 und *15 sowie die Genduplikationen CYP2D6*2xN zu ermitteln (Sachse et al., 1997; Johansson et al., 1996). Um mögliche Fehlerquellen durch Koamplifikationen der beiden benachbarten homologen Pseudogene CYP2D7 und CYP2D8 zu vermeiden, wird zuerst das gesamte CYP2D6-Gen mit einer Länge von 4681 bp amplifiziert. Hierbei verwendete man das Expand Long Template PCR System^™ (Fa. Boehringer, Mannheim, Deutschland), das mit einem Gemisch der DNA-Polymerasen Taq und Pwo arbeitet und in der Lage ist, Fragmente bis zu einer Länge von 20kb zu vervielfältigen. Im zweiten Schritt werden mittels der nested PCR-Technik die 3 DNA-Abschnitte, auf denen sich die Punktmutationen für die Allelvarianten *3, *4, *6, *8, *12, *14 und *15 befinden, spezifisch amplifiziert. Einen Überblick über die Durchführung der beiden PCR-Techniken gibt Tabelle 8. Zur Kontrolle weist man die entstandenen DNA-Fragmente gelelektrophoretisch auf 1%-Agarosegel nach und dokumentiert sie mit einem digitalen Videosystem (Eagleeye™, Fa. Stratagene). Im letzten Schritt werden die vervielfältigten Genabschnitte mittels Restriktionsendonukleasen (Fa. Biolabs New England) verdaut und die DNA-Fragmentlängen auf einem 3% Agarosegel elektrophoretisch analysiert und fotografisch dokumentiert (siehe Tabelle7).

Zur Detektion einer Gen-Duplikation wurde eine Methode angewandt, die Johansson et al. beschrieben. Prinzipiell wird hierbei ein DNA-Segment spezifisch amplifiziert, was zwischen dem Exon 9 von CYP2D6*2B und Intron 2 von CYP2D6*2A gelegen und somit nur bei Probanden mit dieser Duplikation vorhanden ist. Fällt die PCR positiv aus, entsteht also ein vervielfältigtes DNA-Fragment, kann man von einer Probe mit einer CYP2D6-Duplikation ausgehen.

Tabelle 7: Zusammensetzung der Mastermixe für die einzelnen PCR-RFLP-Reaktionen (nach Sachse et al., 1997)

Tabelle 8: Design der PCR-RFLP-Tests für CYP2D6-Mutationen (nach Sachse et al., 1997)

Die Bestimmung der Allele *2 und *3 sowie des Wildtypallels erfolgte nach der von Sullivan-Klose et al. beschriebenen Methode. Hierzu wird 1 µl genomischer DNA jeweils 25 µl des in Tabelle 9 beschriebenen Mastermix zugesetzt, um eine gezielte Amplifizierung der 2 DNA-Segmente, die die beiden Punktmutationen enthalten, zu erhalten. Ebenso wie bei der CYP2D6-Genotypisierung wird das PCR-Produkt kontrolliert, indem es, mit Bromphenolblaupuffer gemischt, auf 1% Agarosegel aufgetragen wird, woraufhin nach Elektrophorese in einer Protrans-Kammer für 30 min bei 120 Volt im Fall von Cyp2C9*2 eine 372 bp-Bande, im Fall von Cyp 2C9*3 eine 137 bp-Bande entstehen sollte. Im Erfolgsfall werden die entstandenen 2 Typen von DNA-Fragmenten mit einem Enzymmastermix versetzt und über Nacht bei 37°C schüttelnd inkubiert. Zur Auswertung in der Elektrophorese wird die Probe nach Zugabe von 10 μl Bromphenolblaupuffer auf 3,5% Agarosegel aufgetragen und für 60 min. bei 100 Volt aufgetrennt (Sullivan-Klose et al., 1996). Die entstehenden Restriktionsmuster für die unterschiedlichen Genotypen können dann abgelesen und zu Dokumentationszwecken fotografiert werden. Sie sind in Tabelle 9 im Detail dargestellt.

Tabelle 9: Durchführung und Ergebnisse von PCR-RFLP und Gelelektrophorese

Aufgrund der kaukasischen Abstammung der Probanden führten wir bei der Genotypisierung nur einen PCR-RFLP-Test zur Ermittlung des *2-Allels durch. Hierzu wird 1 µl DNA zu 25 µl des Mastermix gegeben, wie er in Tabelle 10 beschrieben ist. Zur Kontrolle wird das PCR-Produkt mit der gleichen Methode wie bei CYP2C9 einer Elektrophorese unterzogen, bei der es im Erfolgsfall eine 190bp-Bande abbildet. Im anschließenden Verdau wird das Restriktionsenzym SmaI benutzt, welches exakt bei dem Basenpaar des Wildtyps spaltet, welches bei der inaktiven Allelvariante ausgetauscht ist. Das DNA-Fragment des Wildtyps wird somit in zwei Teile von 120 und 49 Basenpaaren gespalten, während die Mutation als ein 169 bp langes DNA-Stück unverdaut bleibt. Während der abschließenden Elektrophorese auf 3%-Agarosegel lassen sich diese Banden wie in Tabelle 10 dargestellt sichtbar machen.

Tabelle 10: Durchführung und Ergebnisse von PCR-RFLP und Gelelektrophorese von CYP2C19

Folgende pharmakokinetische Parameter wurden als Haupt- und Nebenzielgrößen verwendet. Ihre Berechnung und Bedeutung soll zum besseren Verständnis des Nachfolgenden kurz erläutert werden.

AUC (area under the curve = Fläche unter der Kurve). Die AUC dient als Messgröße für das Ausmaß der Bioverfügbarkeit im zentralen Kompartiment. Trägt man nach Medikamentenapplikation gemessene Plasmakonzentrationen gegen die Zeit auf, so bezeichnet man die Fläche unter der resultierenden Kurve als AUC. Anders ausgedrückt stellt die AUC das Integral der Konzentrationen über die Zeit dar. Am besten wird sie näherungsweise nach der Trapezregel bestimmt, wobei vom letzten Messzeitpunkt die Restfläche im Regelfall gegen unendlich extrapoliert wird. Dies setzt jedoch voraus, dass die Plasmakonzentrationen ausreichend lang verfolgt wurden, so dass mit hinreichender Präzision extrapoliert werden kann. Während sich in der AUC ausschließlich der Umfang der Bioverfügbarkeit niederschlägt, werden zur Quantifizierung ihrer Geschwindigkeit zwei weitere Zielgrößen gemessen, die Spitzenkonzentration C _maxnach Einmalapplikation sowie der Zeitpunkt t _max des Erreichens dieser Spitzenkonzentration. Die Höhe von C_max ist von Bedeutung im Zusammenhang mit der erreichbaren therapeutischen Wirkung, möglicherweise aber auch mit der Häufigkeit unerwünschter Nebenwirkungen. Von geringerer Bedeutung ist t_max anzusehen, da die Größe ausschließlich von der Resorptionsgeschwindigkeit abhängt.

Totale orale Clearance. Die totale orale Clearance ist der am meisten geeignete Parameter zur Charakterisierung und Quantifizierung aller Eliminationsprozesse. Sie beschreibt die Möglichkeit des Körpers und seiner Eliminationsorgane ein bestimmtes Volumen Blut pro Zeiteinheit von einem Arzneistoff zu klären, d.h. durch Metabolismus und/oder Exkretion eine verabreichte Substanz aus dem Körper zu eliminieren. Sie berechnet sich wie folgt: Cl_i.v. = Dosis_i.v. / AUC. Bei oraler Medikamentengabe kann nur die orale Clearance Cl_o berechnet werden, welche neben der systemischen Clearance auch mögliche präsystemische Clearanceanteile einschließt und die von der häufig unbekannten Resorptionsquote abhängt. Die Clearance ist additiv, d.h. sie setzt sich aus den Clearanceanteilen der jeweils an der Elimination beteiligten Organe oder Enzyme zusammen.

Die Ergebnisse der Plasmakonzentrationsmessungen wurden durch nonparametrische pharmakokinetische Methoden analysiert mittels des Programms WinNonlin™ Version 1,5., 1997 (Scientific Consulting Inc., NC, USA). Die AUCs wurden nach der Trapezregel mit Extrapolierung gegen unendlich bestimmt und die Cl_o nach oben beschriebener Formel aus der oralen Dosis und den AUCs berechnet. Die orale Clearance errechnet sich somit als der Quotient aus der Clearance und der Bioverfügbarkeit. Die AUCs für N-Desmethyldoxepin wurden nicht gegen unendlich extrapoliert, da die Schätzung der für die AUC-Berechnung erforderlichen Eliminationskonstante aufgrund der zu langen Eliminationszeiten des Metaboliten zu ungenau gewesen wäre. Die AUCs für N-Desmethyltrimipramin wurden ebenfalls nicht gegen unendlich extrapoliert, da zu viele Plasmaproben unter der Bestimmungsgrenze lagen. Die Gesamt-AUCs der aktiven Substanzen Doxepin und N-Desmethyldoxepin bzw. Trimipramin und N-Desmethyltrimipramin wurden durch Addition der einzelnen AUCs berechnet. Als die jeweilige C_max wurde die höchste gemessene Plasmakonzentration einer einzelnen Kinetik gewertet. Bei der enantioselektiven Analyse von Doxepin wurde die orale Dosis der Zis- und Trans-Isomere aufgrund deren Mischungsverhältnisses mit 0,15 bzw. 0,85 der Doxepindosis errechnet.

Zur Feststellung signifikanter Unterschiede hinsichtlich pharmakokinetischer Eigenschaften in Bezug auf die einzelnen Genotypen wurde der Trendtest nach Jonckheere-Terpstra verwendet. Die Reihenfolge zur statistischen Testung von AUC, C_max und der Halbwertszeit t_1/2 wurde entsprechend der Anzahl aktiver Allele wie folgt festgelegt: CYP2D6: PM > IM > EM > UM; CYP2C9: *3/*3 > *1/*1; CYP2C19: *2/*2 > *2/*1 > *1/*1. Zur Testung der Clearance wurde entsprechend die umgekehrte Reihenfolge zugrunde gelegt. Statistische Berechnungen und Grafiken wurden mit der Software SPSS, Version 10 (SPSS Inc., Chicago, Il, USA) und S-Plus 2000 (Math Soft Inc., Cambridge, MA, USA) durchgeführt.

Tabelle 11 zeigt die individuellen Daten für die pharmakokinetischen Parameter Cl/F (Orale Clearance: Clearance / bioverfügbare Fraktion eines Medikaments), C_max (maximale Konzentration), t_1/2 (Halbwertszeit) von Doxepin bzw. AUC (Fläche unter der Konzentrations-Zeit-Kurve vom Zeitpunkt der Medikamentenverabreichung bis zur Konzentration der 48 h nach Medikation erhaltenen Plasmaprobe), C_max und t_1/2 von N-Desmethyldoxepin. Wie in der Einleitung erläutert wurde, korreliert der klinische Effekt von Doxepin besser mit der Summe der Plasmaspiegel von Doxepin und N-Desmethyldoxepin als mit der Doxepinkonzentration allein, weswegen die Gesamt-AUC als Summe der Einzel-AUCs ebenfalls angegeben ist.

Die Gruppe der CYP2D6-Langsammetabolisierer wies die niedrigste orale Clearance mit einem Median von 1,4 l/(h ∙ kg) (Konfidenzintervall 0,7 – 2,7) auf im Vergleich zu 6,2 l/(h ∙ kg) (3,9 – 20,8) in der Gruppe der CYP2D6-Schnellmetabolisierer. Somit variierten die durchschnittlichen Doxepin-Clearances etwa 4-fach zwischen Trägern zweier aktiver und zweier inaktiver CYP2D6-Gene. Ein direkter Zusammenhang zwischen der Anzahl aktiver Allele für CYP2D6 und einem Anstieg der Doxepin-Clearance konnte mithilfe des Jonckheere-Terpstra Trendtests hochsignifikant nachgewiesen werden (p < 0,001). Die Doxepin-Spitzenkonzentration C_max sowie die terminale Halbwertszeit t_1/2 waren in der Gruppe der CYP2D6-PMs mit 104 nmol/l (43 – 332) bzw. 26h (14 – 37) im Vergleich zur Referenzgruppe mit p = 0,028 bzw. p < 0,001 signifikant erhöht. Die terminale Halbwertszeit wurde hierbei aus den Plasmaspiegelkonzentrationen der letzten 6 Blutentnahmen mittels linearer Regression berechnet.

Bei Probanden, die zu den CYP2C9*3/*3- und CYP2C19*2/*2-Gruppen gehörten, wurden mit 3,5 l/(h ∙ kg) bzw. 2,8 l/(h ∙ kg) ebenfalls signifikant erniedrigte orale Clearances gemessen (p = 0,017 bzw. p = 0,009, siehe Tabelle 11). Der Anstieg der terminalen Halbwertszeiten in diesen Gruppen war jedoch nur unwesentlich.

Die nonparametrische Analyse für N-Desmethyldoxepin wies ebenfalls einen Einfluss des CYP2D6-Genotyps auf die Pharmakokinetik des Metaboliten nach. CYP2D6-PMs besaßen mit einem Median für die AUC_0-48h von 5,28 µmol/l (2,62 – 21,66) das 4-fache, mit einer C_max von 45 nmol/l (29 – 87) das Doppelte und einer t_1/2 von 79 h (50 – 172) das 3-fache der Werte der Vergleichsgruppe. Die pharmakokinetischen Daten der heterozygoten Träger eines defizienten CYP2D6-Allels lagen zwischen denen der CYP2D6-PMs und –EMs, was einen linearen Gen-Dosis-Effekt nahe legt. Träger eines CYP2C9- oder CYP2C19-Polymorphismus unterschieden sich bezüglich der Plasmakonzentration von N-Desmethyldoxepin nicht signifikant von der Referenzgruppe (siehe Tabelle 11). Die einzelnen AUCs von N-Desmethyldoxepin für den Zeitraum von 0 – 48 h nach Medikation geordnet nach Genotyp-Gruppen sind in Abbildung 7 veranschaulicht.

* Signifikanz der Differenz verglichen mit der Referenzgruppe (Wildtypallele für alle 3 Enzyme). Die Signifikanz wurde für die Enzyme CYP2D6 und CYP2C19 mittels des Trendtests nach Jonckheere-Terpstra berechnet und für CYP2C19*3/*3 mithilfe des U-Tests von Mann-Whitney. ** Die Gesamt-AUC wurde als Summe der AUC_0-∞ von E-,Z-Doxepin + AUC_0-48h von N-Desmethyldoxepin berechnet. *** Nicht signifikant

Tabelle 11: Pharmakokinetische Daten für Doxepin und N-Desmethyldoxepin nach Genotypen geordnet (Mediane mit Konfidenzintervall in Klammern)

Eine abschließende Analyse der Summe beider Einzel-AUCs von Doxepin und N-Desmethyldoxepin ergab auch hier einen hoch signifikanten Einfluss des CYP2D6-Genotyps (p < 0,001), sowie einen gering bzw. nicht signifikanten Einfluss des CYP2C9- bzw. CYP2C19-Genotyps auf diesen klinisch relevanten Parameter (siehe Tabelle 11).

Abbildung 7: AUCs_0-48h von N-Desmethyldoxepin in Bezug auf die untersuchten Genotypen der Cytochrom-Enzyme

Die pharmakokinetischen Parameter Cl/F und t_1/2 der stereospezifischen Analyse von Doxepin werden in Tabelle 12 dargestellt. Die durchschnittlichen Clearances von E-Doxepin in der CYP2D6-Gruppe betrugen 406 l/h für die Referenzgruppe, 247 l/h für Träger eines defekten Gens und 127 l/h für Träger zweier defekter Gene. Die 95%-Konfidenzintervalle lagen entsprechend bei 390 – 445 l/h, 241 – 271 l/h bzw. 124 – 139 l/h. Somit konnte ein starker Einfluss des CYP2D6-Genotyps auf die Clearance und die Eliminationshalbwertszeit von E-Doxepin nachgewiesen werden, was in Abbildung 8 nochmals verdeutlicht wird.

Auf die Pharmakokinetik des Z-Isomers von Doxepin besaß der CYP2D6-Genotyp einen entgegengesetzten Einfluss. Der in Abbildung 8 offensichtliche Anstieg der Clearance bei CYP2D6-IMs wurde statistisch signifikant bestätigt durch eine Abnahme der objektiven Funktion um 9 und einer LR von 0,003. Zusätzlich wiesen homozygote Träger des CYP2C19-Polymorphismus niedrigere Z-Doxepin-Clearances auf. Dieser Effekt scheint deutlich in Abbildung 8, erwies sich in statistischen Analysen jedoch als nur gering signifikant (p = 0,06), was möglicherweise bedingt ist durch die große Streuung der Messungen in dieser Gruppe.

* Daten werden als Durschnittswerte der einzelnen Gruppen mit einem 95%-Konfidenzintervall dargestellt. Kein Konfidenzintervall ist für die terminale Halbwertszeit angegeben, da sie ein sekundärer pharmakokinetischer Parameter ist.

Tabelle 12: Pharmakokinetische Daten der E- und Z-Isomere von Doxepin nach Genotypen geordnet

Abbildung 8: Orale Clearances von E- und Z-Doxepin in Abhängigkeit vom CYP2D6-, CYP2C9- und CYP2C19-Genotyp)

Der Plasmaspiegel von Trimipramin lag bei 464 gewonnenen Blutproben über der Bestimmungsgrenze. Tabelle 13 zeigt die individuellen Daten für die pharmakokinetischen Parameter Cl/F, AUC_{0- ∞}, C_max und t_{1 /2} für Trimipramin. Die Gruppen der Langsam- und Intermediärmetabolisierer für CYP2D6 wiesen die niedrigsten oralen Clearances auf mit einem Median von 36 l/h (Konfidenzintervall 24 – 48) bzw. 114 l/h (48 – 240) im Vergleich zur Referenzgruppe mit einer oralen Clearance von 276 l/h (180 – 444). Einen Überblick über die nach Genotyp geordneten oralen Trimipraminclearances gibt Abbildung 9. In der Gruppe der CYP2D6-PMs waren C_max mit 92,1 µg/l (55,7 – 135,6) um das 4-fache, t_1/2 mit 31 h (21,9 – 72,4) um das Doppelte und die AUCs mit 2,13 mg/(l ∙ kg) (1,52 – 3,27) um das mehr als 7-fache im Vergleich zur Gruppe der Schnellmetabolisierer erhöht. Abbildung 10 verdeutlicht, dass die AUCs von Trimipramin bei heterozygoten Trägern eines defizienten CYP2D6-Allels zwischen denen der CYP2D6-PMs und der –EMs lagen. Mithilfe des Jonckheere-Terpstra Trendtests konnte ein signifikanter Zusammenhang zwischen der Anzahl aktiver CYP2D6-Gene und der AUC nachgewiesen werden (p < 0,001), was die tragende Rolle dieses Isoenzyms beim Metabolismus von Trimipramin verdeutlicht.

In den Gruppen der CYP2C19-IMs und –PMs wurden orale Clearances von 132 l/h (30 – 456) bzw. 138 l/h (78 – 228) gemessen, was einen signifikanten Einfluss (p = 0,01) des CYP2C19-Genotyps auf die Trimipramin-Demethylierung belegt. Außerordentlich hohe Trimipraminkonzentrationen wurden bei jeweils einem Probanden aus der CYP2C19-IM- bzw. –PM-Gruppe bestimmt. Zum jetzigen Zeitpunkt gibt es keine Begründung für diese extremen Abweichungen, da die Kinetikstudie bei den zwei Personen nicht wiederholt werden konnte.

Homozygote Träger des CYP2C9-Polymorphismus wiesen mit einem Median von 162 l/h (114 – 306) ebenfalls verminderte Trimipraminclearances auf, was auf eine Beteiligung dieses Isoenzyms an der Trimipramin-Demethylierung hindeutet, jedoch statistisch nicht signifikant war.

*Signifikanz der Differenz zwischen den gemessenen Werten der Genotypgruppe und der Referenzgruppe (Wildtypallel für alle 3 Enzyme). Die Signifikanz wurde berechnet mittels des Jonckheere-Terpstra-Trendtests für CYP2D6 und CYP2C19 und des U-Tests von Mann-Whitney für CYP2C9.

Tabelle 13: nonparametrische pharmakokinetische und statistische Analyse von Trimipramin, nach Genotypen geordnet

Abbildung 9: Individuelle orale Clearances von Trimipramin, geordnet nach dem CYP-Genotyp.

Abbildung 10: Aus den Mittelwerten berechnete Zeit-Konzentrations-Kurven von Trimipramin, nach dem CYP-Genotyp geordnet. Als Y-Fehlerindikator ist die Standardabweichung eingezeichnet.

Nur in 252 Fällen lagen die gemessenen Plasmakonzentrationen über der Bestimmungsgrenze, weswegen für N-Desmethyltrimipramin die AUCs nicht gegen unendlich extrapoliert werden konnten. Abbildung 11 zeigt die Desmethyltrimipraminspiegel der Probanden geordnet nach dem Genotyp. Die Anzahl der Blutproben mit Medikamentenspiegel unter der Nachweisbarkeitsgrenze war bei Trägern des CYP2C9-Genotyps *3/*3 (73 % aller Proben) und bei CYP2C19-PMs (86 % aller Proben) signifikant erhöht im Vergleich zur Referenzgruppe, was mithilfe des Exakten Fisher-Tests nachgewiesen wurde (p < 0,001). Bei zwei Probanden aus der CYP2C19*2/*2-Gruppe waren überhaupt keine Desmethyltrimipraminspiegel quantifizierbar.

Tabelle 14 gibt einen Überblick über die nonparametrische pharmakokinetische Analyse von Desmethyltrimipramin. Die AUCs waren mit 1,7 mg/(l ∙ h) (1,1 – 2,2) bzw. 0,14 mg/(l ∙ h) (0,01 – 0,9) in den Gruppen der CYP2D6-PMs und -IMs um das 40-fache bzw. 3-fache erhöht im Vergleich zur Referenzgruppe, die eine AUC von 0,04 mg/(l ∙ h) (0,005 – 0,008) aufwies. Entsprechend wurden in der Gruppe der CYP2D6-PMs und –IMs mit 29,3 µg/l (18 – 41) bzw. 6,6 µg/l (2,3 – 19) Maximalkonzentrationen C_max gemessen, die um das 10- bzw. 2-fache erhöht waren im Vergleich zum Median der Vergleichsgruppe, der bei 2,8 µg/l (1,8 – 5,7) lag. CYP2D6 scheint in vivo das wichtigste Enzym des Desmethyltrimipraminmetabolismus zu sein, was durch einen statistisch signifikanten Zusammenhang zwischen der Anzahl aktiver CYP2D6-Allele und einem Anstieg der AUC im Jonckheere-Terpstra Trendtest bestätigt wurde (p < 0,001).

Die Mehrheit der Desmethyltrimipraminkonzentrationen der CYP2C19-PMs lag unter der Bestimmungsgrenze und der Median ihrer AUCs betrug mit 0,006 mg/(l ∙ h) (0 – 0,01) nur etwa ein Siebtel der AUCs der Referenzgruppe. In der Gruppe der CYP2C9-PMs wurden mit 0,007 mg/(l ∙ h) erniedrigte AUCs des Metaboliten berechnet, die jedoch statistisch nicht signifikant waren und nur auf einen geringen Einfluss dieses Enzyms auf die Demethylierung von Trimipramin hindeuten.

*Bei zwei Trägern des CYP2C19-Genotyps *2/*2 lagen sämtliche Desmethyltrimipraminkonzentrationen unter der Bestimmungsgrenze.

Tabelle 14: Nonparametrische pharmakokinetische und statistische Analyse von N-Desmethyltrimipramin sowie die Summe beider aktiver Substanzen nach Genotypen geordnet

In Tabelle 14 ist zusätzlich die für die Klinik wichtige Summe der maximalen Konzentrationen C_max und der AUCs beider pharmakologisch aktiven Substanzen Trimipramin und N-Desmethyltrimipramin dargestellt. Auffallend ist der hochsignifikante Unterschied der AUCs (p < 0,001) und C_max (p = 0,001) in der Gruppe der CYP2D6-Langsammetabolisierer im Vergleich zur Referenzgruppe. Im Gegensatz hierzu weist der Median der Summe der Trimipramin- und Desmethyltrimipramin-AUCs in der Gruppe der CYP2C19-PMs nur eine gering signifikante Differenz zum Wildtyp auf (p = 0,02), während die Summe von C_max keine signifikante Abhängigkeit vom CYP2C19-Genotyp besaß.

Abbildung 10: Konzentrations-Zeit-Kurven von N-Desmethyltrimipramin, geordnet nach dem CYP-Genotyp

Die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit zeigen einen bedeutenden Einfluss des CYP2D6-Polymorhpismus auf den Metabolismus von Doxepin und N-Desmethyldoxepin in vivo. Langsammetabolisierer dieses Isoenzyms wiesen sowohl für Doxepin als auch seinen Metaboliten eine 3- bis 4-fach erhöhte AUC auf im Vergleich zur Referenzgruppe und die oralen Clearances nahmen signifikant zu mit der Anzahl der aktiven CYP2D6-Allele.

Eine gesonderte Betrachtung der einzelnen Isomere zeigte, dass dieser Effekt ausschließlich auf das E-Isomer von Doxepin beschränkt ist, was auf eine Stereoselektivität des Enzyms hinsichtlich dieses Isomers hindeutet. Im Gegensatz hierzu scheint die Clearance des Z-Isomers in der Gruppe der heterozygoten IMs bezüglich CYP2D6 sogar anzusteigen (siehe Abbildung 8). Dies ließe sich beispielsweise erklären durch eine allosterische Aktivierung oder durch Induktion des Z-Doxepin metabolisierenden Enzyms durch den hohen E-Doxepinplasmaspiegel. Solange dieses Ergebnis nicht durch weitere Studien bestätigt wird, werten wir es dennoch als eine zufällige Schwankung beziehungsweise als Folge von bisher unbekannten Einflussfaktoren. Diesbezüglich konnten wir jedoch Hauptfehlerquellen wie Alter, Körpergewicht, Wechselwirkungen mit Medikamenten oder Nahrungsbestandteilen ausschließen.

Die Ergebnisse der vorliegenden Studie zeigen, dass das Enzym CYP2C19 einen signifikanten Einfluss auf die Clearance von Doxepin, aber nicht von N-Desmethyldoxepin ausübt. Die stereospezifische Analyse wies nach, dass dieser Effekt bedingt ist durch die mehr als doppelt so hohe Clearance des Z-Isomers in der Gruppe der CYP2C19-PMs im Vergleich zur Referenzgruppe. Träger zweier inaktiver CYP2C19-Allele wiesen auch die höchste terminale Halbwertszeit von Z-Doxepin auf und die niedrigsten AUCs von N-Desmethyldoxepin. Somit ist dieser Genotyp signifkant an der Bildung des Doxepinmetaboliten beteiligt. Dennoch scheint die für die klinische Praxis wichtige Gesamt-AUC von Doxepin und N-Desmethyldoxepin unabhängig vom CYP2C19-Genotyp zu sein. Auffällig ist die stereospezifische Affinität von CYP2C19 zu Z-Doxepin im Gegensatz zu CYP2D6, das eine stärkere Aktivität in Bezug auf das E-Isomer aufwies. Es wäre eine ergänzende Studie mit Trägern zweier inaktiver Allele für jedes dieser beiden Enzyme als kombinierte Langsammetabolisierer interessant, die Prävalenz dieses seltenen Genotyps beträgt jedoch bei Kaukasiern nur 0,2 %.

Das Enzym CYP2C9 weist in Bezug auf den Metabolismus von Doxepin Gemeinsamkeiten mit CYP2C19 auf. Der Einfluss scheint ebenfalls statistisch signifikant, aber auch vergleichsweise gering zu sein. CYP2C9 katalysiert stereospezifisch mit Präferenz des E-Isomers von Doxepin, wohingegen der Metabolismus von N-Desmethyldoxepin offenbar unabhängig vom Genotyp dieses Enzyms ist. Für die Studie wählten wir homozygote Träger des CYP2C9*3-Allels aus, welche mit einer Frequenz von etwa 0,5 – 1 % in der kaukasischen Population vorkommen. Aus Studien mit Substraten von CYP2C9 ist bekannt, dass Träger des Genotyps CYP2C9*3/*3 die niedrigste Clearance im Vergleich zu den anderen Genotypen, die sich durch die Allele CYP2C9*2 und CYP2C9*3 ergeben, besitzen. Für weitere Allele von CYP2C9, beispielsweise das einmal nachgewiesene Allel CYP2C9*6 (Kidd et al., 2001), welches komplett inaktiv ist, gibt es bislang keine klinischen Studien. In der vorliegenden Studie war in der Gruppe dieses seltenen Genotyps *3/*3 der Median der Clearances von E-Doxepin nur um etwa 50 % im Vergleich zur Referenzgruppe reduziert. Hieraus lässt sich schlussfolgern, das für die psychiatrische Praxis die Auswirkung des CYP2C9-Polymorphismus auf die Doxepinmedikation zu vernachlässigen ist.

Trizyklische Antidepressiva weisen aufgrund ihrer engen strukturellen Verwandtschaft viele pharmakokinetische Gemeinsamkeiten auf. In vorangegangenen Studien konnte nachgewiesen werden, dass die Hauptabbauwege in der N-Demethylierung sowie der Hydroxylierung der Muttersubstanz zu sehen sind, wobei CYP2D6 vorrangig die Hydroxylierung katalysiert, während an der N-Demethylierung mehrere Enzyme wie CYP1A2, CYP3A4, CYP2C9 und CYP2C19 beteiligt sind (Mellström et al., 1986; Mellström et al., 1981; Kramer Nielsen et al., 1992; Madsen et al., 1995). Doxepin scheint einige pharmakokinetische Parallelen zu anderen trizyklischen Antidepressiva aufzuweisen.

Eine kürzlich erschienene In-vitro-Studie (Haritos et al., 2000) wies nach, dass CYP2D6 das vorrangige oxidierende Enzym im Doxepinmetabolismus ist, indem es allein die Hydroxylierung katalysiert. Weiterhin wurde gezeigt, dass die Enzyme CYP2D6 und CYP2C9 nur geringfügig an der N-Demethylierung beteiligt sind. Dieser Schritt schien überwiegend durch die Enzyme CYP3A4 und CYP1A2 katalysiert zu werden, womit eine frühere Veröffentlichung bestätigt wurde, die bei Rauchern durch Induktion von CYP1A2 eine höhere Doxepinclearance nachwies als bei Nichtrauchern (Ereshefsky et al., 1988). Eine Studie aus dem Jahr 2002 schlug weiterhin noch CYP2C19 als wichtiges N-demethylierendes Enzym des Doxepinmetabolismus neben CYP2C9 und CYP1A2 vor (Härtter et al., 2002). Unsere Beobachtungen sind mit den Ergebnissen dieser Studien zu vereinbaren. Insbesondere die klinische Relevanz des polymorphen Isoenzyms CYP2D6 konnte bestätigt werden, sowie die signifikante jedoch geringere Beteiligung von CYP2C9 und CYP2C19. Aus Abbildung 7 ist anschaulich zu entnehmen, dass sowohl bei Trägern zweier defizienter Allele für CYP2C19 sowie CYP2C9 N-Desmethyldoxepin gebildet wird und folglich diese zwei Enzyme in vivo nicht die einzigen Demethylasen von Doxepin sein können. Dennoch lagen die Konzentrationen von N-Desmethyldoxepin in der Gruppe der CYP2C19-PMs in der Tat unter denen der Referenzgruppe (Abbildung 7).

Es ist schon lange bekannt, dass für das Verständnis der Pharmakokinetik wie der Pharmakodynamik von Doxepin die stereospezifische Analyse unerlässlich ist. Schon vor über 20 Jahren wurde das erste Mal eine Anreicherung des Zis-Isomers von N-Desmethyldoxepin in vivo beobachtet (Bogaert et al., 1981) und in der Folge durch mehrere Studien bestätigt (Hrdina et al., 1990; Adamczyk et al., 1995; Deuschle et al., 1997). Da Z-Doxepin stärkere antidepressive Eigenschaften besitzt als E-Doxepin (Pinder, 1977), und N-Desmethyldoxepin teilweise pharmakologisch aktiver ist als die Muttersubstanz, sind die Mechanismen, die dieser Beobachtung zugrunde liegen, von besonderem Interesse. Ha ri tos et al. wiesen in vitro nach, dass CYP2D6 ausschließlich die E-Isomere von Doxepin und N-Desmethyldoxepin stereospezifisch hydroxyliert, während das Z-Isomer nur durch die stereounspezifische N-Demethylierung abgebaut wird. Dies wird weiterhin dadurch bestätigt, dass sowohl in dieser wie auch in einer In-vivo-Studie aus dem Jahr 1990 kein hydroxyliertes Z-Doxepin nachgewiesen werden konnte (Shu et al., 1990). Hieraus lässt sich schlussfolgern, dass Z-N-Desmethyldoxepin möglicherweise ein Endprodukt im Doxepinmetabolismus ist und so relativ zum E-Isomer in größerer Menge vorliegt, da E-Desmethyldoxepin nach Hydroxylierung schneller über die Niere ausgeschieden werden kann (siehe Abbildung 2). Eine weitere Erklärung für die Anreicherung von Z-N-Desmethyldoxepin lieferten Ghabrial et al., indem sie eine Isomerisierung vom E-Isomer zum Z-Isomer während der N-Demethylierung in vivo nachwiesen (Ghabrial et al., 1991). Die vorliegende Studie bestätigt eindeutig, dass CYP2D6 stereoselektiv den Abbau von E-Doxepin katalysiert, während der Metabolismus des Z-Isomers von diesem Genotyp unabhängig ist. Die Gruppe der CYP2D6-PMs wies wie in oben erwähnten Studien deutlich höhere N-Desmethyldoxepinkonzentrationen auf als die anderen Gruppen. Wir interpretieren dies als die Folge einer beeinträchtigten Eliminierung von N-Desmethyldoxepin, was zu dessen Anreicherung führt. In diesem Zusammenhang ist es interessant, dass bei einer früheren Single-dose-Studie mit Doxepin 2 von 30 Probanden (6,7 %) eine ungewöhnlich hohe AUC für E-N-Desmethyldoxepin und keine Anreicherung von Z-N-Desmethyldoxepin gemessen wurde (Midha et al., 1992). Eine ähnliche Beobachtung wurde während einer weiteren Studie bei 11 % der Studienteilnehmer beschrieben (Adamczyk et al., 1995). Es könnte sein, dass diese unerwarteten Ergebnisse im Zusammenhang mit dem CYP2D6-Polymorhpismus stehen, der bei 5 – 10 % der kaukasischen Bevölkerung zu finden ist, und rückblickend die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit bestätigen.

Es ist bekannt, dass trizyklische Antidepressiva durch polymorphe Cytochrom P450-Enzyme verstoffwechselt werden (Venkatakrishnan et al., 1998; Bertilsson et al., 1997). Die vorliegende Arbeit ist die erste Studie, die den Einfluss von 3 polymorphen Enzymen - CYP2D6, CYP2C19 und CYP2C9 - auf die Pharmakokinetik eines trizyklischen Antidepressivums in vivo untersucht.

Das Enzym CYP2D6 spielt im Metabolismus von Trimipramin eine sehr wichtige Rolle, was in Abbildung 10 klar ersichtlich wird. Die Gruppe der CYP2D6-Langsammetabolisierer wies sowohl die höchsten Plasmakonzentrationen von Trimipramin als auch seines Metaboliten N-Desmethyltrimipramin auf, was darauf hindeutet, dass das Enzym den Abbau beider pharmakologisch aktiver Substanzen maßgeblich katalysiert. Die vorliegende Studie demonstriert, dass der Metabolismus von Trimipramin abhängig von der Anzahl aktiver CYP2D6-Allele ist, da die einzelnen Untergruppen des CYP2D6-Genotyps deutlich unterschiedliche pharmakokinetische Eigenschaften mit niedriger within-Guppenvariabilität besitzen (Abbildung 9). Zahlreiche Studien bewiesen, dass CYP2D6 vor allen Dingen die Hydroxylierung der Strukturanaloga Amitriptylin, Imipramin und Desipramin katalysiert (Mellström et al., 1986, Baumann et al., 1986; Brosen et al., 1986; Madsen et al., 1996). Da bei unseren Messungen die Plasmakonzentrationen sowohl der Muttersubstanz als auch ihres Metaboliten bei CYP2D6-PMs erhöht waren, lässt sich hieraus schließen, dass dieses Enzym auch die Hydroxylierung von N-Desmethyltrimipramin katalysiert. Dies deckt sich mit dem Ergebnis einer klinischen Studie, bei der bei einem einzelnen Patienten mit einem CYP2D6-PM-Phänotyp die höchsten N-Desmethyltrimipraminspiegel aller Studienteilnehmer gemessen wurden (Eap et al., 2000).

Wie die meisten anderen trizyklischen Antidepressiva besitzt Trimipramin bei oraler Gabe eine relativ niedrige Bioverfügbarkeit. In der vorliegenden Studie wies die Gruppe der Schnellmetabolisierer eine orale Clearance auf, die weit über der physiologisch möglichen Leberdurchflussrate lag, was für einen starken First-pass-Metabolismus spricht. In einer grundlegenden pharmakokinetischen Studie aus dem Jahr 1984 mit oraler und intravenöser Medikamentenapplikation wurde die systemische Clearance mit etwa 70 l/h (15,9 ml/min/kg) und die durchschnittliche Bioverfügbarkeit mit 41,4 % (17,8 – 62,7) angegeben (Abernethy et al., 1984). Diese Ergebnisse decken sich mit den Schätzungen der vorliegenden Arbeit, bei denen die Clearance in der Referenzgruppe zwischen 180 und 444 l/h und in der Gruppe der CYP2D6-PMs zwischen 24 und 48 l/h liegt. Eine kürzlich erschienene Studie, die Trimipraminkonzentrationen nach intravenöser Applikation und unter Steady-state-Bedingungen in Abhängigkeit vom CYP2D6-Genotyp untersuchte, bestätigte diese Ergebnisse (Kirchheiner et al., 2003). Die relative Bioverfügbarkeit betrug hier 44 %, 16 % und 12 % in den Gruppen der CYP2D6-EMs, -PMs und –UMs, während die systemische Clearance entsprechend bei 12 l/h, 24 l/h und 30 l/h lag. Diese Daten demonstrieren auch, dass der Genotyp des Ultraschnellmetabolisierers ebenfalls von klinischer Bedeutung ist. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Bioverfügbarkeit und die systemische Clearance signifikant vom CYP2D6-Genotyp abhängig sind und dies ihre hohe interindividuelle Variabilität, die in früheren Studien beobachtet wurde, erklären kann.

Einen zusätzlichen Aspekt lieferten Eap et al., indem sie eine stereospezifische Analyse des Trimipraminmetabolismus durchführten. Sie beschrieben eine Enantioselektivität des Abbaus von Trimipramin, demzufolge CYP2D6 die Hydroxylierung ausschließlich des L-Enantiomers von Trimipramin hydroxyliert, während CYP2C19 die N-Demethylierung mit Präferenz des D-Enantiomers katalysiert (Eap et al., 2000). Dies ist möglicherweise von besonderem Interesse, da man weiß, dass L-Trimipramin eine höhere Affinität zu Dopamin-, Noradrenalin- und 5-Hydroxytryptaminrezeptoren besitzt als das D-Enantiomer (Gross et al., 1991). Folglich übt der CYP2D6-Genotyp möglicherweise einen noch größeren Einfluss auf die pharmakologische Aktivität und die klinische Wirkung von Trimipramin aus, als dies durch die vorliegenden pharmakokinetischen Daten erklärt würde. Um die pharmakologische Aktivität der Enantiomere von Trimipramin und N-Desmethyltrimipramin und ihre klinische Relevanz zu klären, werden weitere klinisch-pharmakologische Studien notwendig sein.

Der Einfluss der zwei untersuchten Enzyme aus der CYP2C-Familie auf den Abbau von Trimipramin ist wesentlich geringer. Beispielsweise besitzt ihr Polymorphismus keinen entscheidenden Einfluss auf die Bioverfügbarkeit dieses Medikaments. In der Mehrzahl der Proben von CYP2C19-PMs und CYP2C9-PMs lag die Konzentration von N-Desmethyltrimipramin unter der Bestimmungsgrenze, was die Vermutung nahe legt, dass diese Enzyme an der N-Demethylierung von Trimipramin beteiligt sind, was sich mit den Ergebnissen früherer Arbeiten deckt.

Eine kürzlich erschienene klinische Untersuchung ergab, dass der (S)/(R)-Mephenytoin-Quotient mit dem Quotienten aus den D-Enantiomeren von Trimipramin und N-Desmethyltrimipramin korreliert (Eap et al., 2000). In der gleichen Studie wurden bei dem einzigen Studienteilnehmer mit einem CYP2C19-PM-Phänotyp die höchsten Trimipraminspiegel aller Probanden gemessen. Der Vergleich mit strukturverwandten trizyklischen Antidepressiva ergibt weiteren Aufschluss. Eine In-vitro-Studie wies nach, dass CYP2C19 hohe Affinität zu Amitriptylin besitzt und das wichtigste Enzym bei dessen N-Demethylierung ist (Venkatakrishnan et al., 1998). Ähnliche Ergebnisse erbrachten Studien mit Imipramin und Desipramin, die ebenfalls CYP2C19 als das wichtigste N-demethylierende Enzym identifizierten (Skjelbo et al., 1993; Madsen et al., 1997; Koyama et al., 1996). Weitere Enzyme, die in geringerem Maße an der N-Demethylierung von Amitriptylin und Imipramin beteiligt sind, scheinen CYP2C9 und CYP3A4 zu sein (Venkatakrishnan et al., 1998; Venkatakrishnan et al., 2001; Madsen et al., 1997). Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die vorliegende Studie bestätigt, dass Trimipramin von dem polymorphern Enzym CYP2D6 hydroxyliert wird, während CYP2C19, CYP2C9 und weitere Cytochrom-Enzyme die N-Demethylierung katalysieren.

Die antidepressive Pharmakotherapie weist vorrangig zwei Probleme auf: ungenügende Therapieresponse sowie nicht tolerierbare Nebenwirkungen (Coutts and Urichuk, 1999). Nur etwa 30 – 40 % der behandelten Patienten erlangen eine vollständige Remission (Möller, 1991; Nelson, 2003) und starke Nebenwirkungen haben eine häufig beobachtete Noncompliance der Patienten zur Folge (Rao et al., 1996, Burke und Preskorn, 1999). Ein wichtiger Grund für diese Tatsache scheint eine nicht adäquate Wirkstoffkonzentration im Patientenblut zu sein, wie sie gerade bei der Therapie mit trizyklischen Antidepressiva mit hoher interindividueller Variabilität vielfach beschrieben wurde (Lazarou et al., 1998; Kirchheiner et al., 2001; Rao et al., 1996). Weiterhin ist bekannt, dass ein gutes Outcome und geringe Toxizität mit einer geringen Fluktuation der Medikamentenplasmakonzentration im therapeutischen Fenster assoziiert ist (Preskorn et al., 1988; Loo et al., 1980). Somit scheint eine wichtige Bedingung für eine optimierte Pharmakotherapie ein möglichst konstanter und vorhersagbarer Medikamentenspiegel unter Berücksichtigung von dessen Einflussfaktoren zu sein (Burke and Preskorn, 1999; Rao et al., 1996).

Eine Einflussgröße, die in zunehmendem Maße eine wichtige Rolle in der klinischen Praxis spielt, ist die individuelle genetische Prädisposition der arzneimittelmetabolisierenden Enzyme eines Patienten (Rao et al., 1996; Coutts and Urichuk, 1999). Träger einer genetischen Variante eines Cytochrom-Enzyms weisen häufig unterschiedliche pharmakokinetische Eigenschaften zur Durchschnittspopulation auf. Bei einer herkömmlichen Medikamentendosis sind Langsammetabolisierer durch eine Akkumulation des Wirkstoffs oder seines Metaboliten gefährdet, häufiger und stärkere Nebenwirkungen bis hin zu toxischen Effekten zu erleiden, während bei sehr schnellen Metabolisierern die Plasmakonzentration zu gering sein kann. Somit sollte der individuellen Konstitution eines Patienten durch eine individualisierte Dosisanpassung Rechnung getragen werden, bei der Langsammetabolisierer eine niedrigere Dosis und sehr schnelle Metabolisierer eine entsprechend höhere Dosis im Vergleich zum Populationsdurchschnitt erhalten (Brockmöller et al., 2000; Alvan et al., 2001; Kirchheiner et al., 2001; Evans and McLeod, 2003).