Scholz, Dietmar: Analyse der Surfaktantprotein A-Gene bei Patienten mit Verdacht auf einen Surfaktantproteindefekt

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Kapitel 1. Einleitung

Pneumozyten vom Typ II sezernieren einen oberflächenwirksamen Stoff (surface active agent), der Surfaktant genannt wird. Surfaktant bildet einen Lipidfilm, der die alveoläre Oberflächenspannung während der Expiration verringert und so die gleichmäßige Entfaltung aller Alveolen bei der Inspiration ermöglicht. Spezifische surfaktantassoziierte Proteine machen etwa 10 % des bei bronchoalveolärer Lavage (BAL) gewonnenen Surfaktant aus. Die vier Surfaktantproteine wurden in chronologischer Reihenfolge als SP-A, SP-B, SP-C und SP-D bezeichnet. Die lipophilen Proteine SP-B und SP-C steuern den Einbau von Phospholipiden in die Grenzschicht zwischen Luft- und Subphase und deren Anordnung im oberflächenaktiven Monolayer. Die hydrophilen Proteine SP-A und SP-D sollen bei der Abwehr von Pathogenen mitwirken. SP-A werden wichtige Funktionen bei der Regulation des Surfaktanthaushalts zugesprochen, da es die Sekretion von Surfaktantbestandteilen hemmt und deren Wiederaufnahme vermittelt. Gemeinsam mit SP-B ermöglicht es die Ausbildung des tubulären Myelins, das die intraalveoläre Speicherform von Surfaktant in der Subphase darstellt. Mit etwa 50% ist SP-A das mengenmäßig wichtigste Surfaktantprotein ( McCormack 1998). Die meisten Erkenntnisse über Aufbau und Funktion des Surfaktantprotein A (SP-A) wurden aus in vitro-Experimenten und histologischen Untersuchungen abgeleitet. Die veröffentlichten Studien zur genotypischen Variabilität des SP-A versuchten diese Ergebnisse durch eine Assoziation zwischen bestimmten allelischen Varianten der SP-A-Gene und Krankheitsbildern, denen eine Störung der Surfaktantproteine zugrunde liegen soll, klinisch zu untermauern und weisen auf Synergien bei der Interaktion der Surfaktantproteine hin.

1.1 Aufbau und Funktion des Surfaktantprotein A (SP-A)

Das Vorliegen von zwei Kopien der SP-A-Gene beim Menschen und die Variabilität der DNA-Sequenzen am SP-A-Genort erschwert die exakte Analyse des SP-A-Genotyps. Die molekulare Struktur des SP-A ähnelt der des mannosebindenden Lektins ( MBL ) im Serum, wie aus der Primärsequenz abgeleitet und in elektronenmikroskopischen Untersuchungen bestätigt werden konnte. Erkenntnisse über die Funktion der einzelnen SP-A-Domänen bei der Synthese und Sekretion des Proteins oder beim Zusammenwirken mit Rezeptoren, Surfaktantbestandteilen und Krankheitserregern wurden an in vitro exprimierten, mutierten SP-A-Sequenzen gewonnen. Die Rolle, die SP-A als unspezifisches Opsonin bei der Abwehr von Pathogenen in der Lunge ausübt, kann ebenso wie die Beteiligung an der Surfaktantregulation von der Konzentration an


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intaktem SP-A in der bronchoalveolären Lavage (BAL) abhängen.

1.1.1 SP-A-Genort (sftp1)

Abbildung 1-1: Orientierung der SP-A-Gene am Kollektingenort (nach Floros und Hoover 1998)
Der Pfeil (larr) kennzeichnet die Richtung der Transkription

Beim Menschen sind zwei aktive Kopien des SP-A-Gens und ein Pseudogen (SP-APsi) im Abstand von 35 - 40 kb identifiziert worden. Gemeinsam mit dem Gen für das zweite hydrophile Surfaktantprotein SP-D (sftp4) bilden sie den Kollektin genort 10q22-q23 auf dem langen Arm von Chromosom 10, unweit des Genorts 10q21 für das verwandte mannosebindende Lektin MBL ( Kölble et al. 1993). Die beiden Kopien des SP-A-Gens sind gegensinnig orientiert und werden unabhängig voneinander exprimiert, das Pseudogen enthält neben Exon 4 des SP-A-Gens eine Reihe hochrepetitiver Sequenzen und wird nicht translatiert.

Abbildung 1-2: Struktur einer Kopie des SP-A-Gens (nach McCormack 1998)
Dargestellt ist die Intron-Exon-Struktur eines SP-A-Gens, die kodierenden Exone sind hell hinterlegt.

Jedes aktive SP-A-Gen erstreckt sich über etwa 4,6 kb. Es enthält vier kodierende Exone 1 - 4 und drei nichttranslatierte Exone A - C, die variabel an das 5‘-UT-Ende von Exon 1 gespleißt werden. Exon D (23 bp) ist der nichttranslatierte Bereich von Exon 1 mit einer drei Nukleotide längeren Spleißvariante D‘, die durch die Einzelbasensubstitution 1018T>A im SP-A2-Gen entsteht, welche einen PstI-Restriktionsfragmentlängenpolymorphismus ( RFLP ) bildet. Die nicttranslatierten Exone A - D sind inkonstante Bestandteile der mRNA ( Karinch et al. 1997).


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Seit der Entschlüsselung der DNA-Sequenzen von SP-A1 ( White et al. 1985) und SP-A2 ( Katyal und Singh 1992) wurden zahlreiche Einzelbasensubstitutionen entdeckt, die an zehn Positionen im SP-A-Molekül einen Aminosäureaustausch bewirken. Vier davon befinden sich in Exon 2 und zeigen eine invariante, das heißt jeweils für SP-A1 und SP-A2 typische Ausprägung, so dass die Aminosäuresequenzen beider Kopien des SP-A-Gens zu 98 % homolog sind. Abbildung 1-3 zeigt, dass sich diese invarianten Aminosäuren in einem kleinen Bereich von Exon 2 befinden. Die kodierenden Sequenzen beider SP-A-Gene unterscheiden sich ferner durch fünf “stille“ Einzelbasensubstitutionen, die die Aminosäuresequenz nicht verändern. Jedem Exon lässt sich wie beim MBL eine bestimmte Domäne des Proteins zuordnen ( Drickamer et al. 1986). Exon 1 (Codon 1 bis 58) und Exon 2 (Codon 58 bis 98) kodieren gemeinsam das aminoterminale Ende und die kollagenartige Domäne, Exon 3 (Codon 98 bis 124) die Halsregion und Exon 4 (Codon 124 bis 248) die globuläre Domäne.

Abbildung 1-3: Invariant von SP-A1 nach SP-A2 ausgetauschte Aminosäuren (nach Floros et al. 1996)
N bezeichnet die aminoterminale Region des Proteins, beschrieben werden die Domänen in Abschnitt 1.1.2 .

Die übrigen Einzelbasensubstitutionen, die in sechs Fällen zum Aminosäureaustausch führen, machen die allelische Variabilität der SP-A-Gene aus. Sie betreffen außer der Halsregion alle Domänen einschließlich der Signalsequenz und werden in Abschnitt 1.2 dargestellt.

1.1.2 Die molekulare Struktur des SP-A

Die Genprodukte beider Kopien des SP-A-Gens sind Peptide von 248 Aminosäuren. Durch Abspaltung der Signalsequenz vom Propeptid werden Monomere von 228 Aminosäuren gebildet. Bereits an der Primärstruktur lassen sich vier Domänen unterscheiden, die sich etwa wie in Abbildung 1-4 organisieren und freie Sulfhydryl- und Hydroxylgruppen zur Ausbildung intermolekularer Bindungen aufweisen:


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Abbildung 1-4: Die Domänen des SP-A-Monomers (nach McCormack 1998)

Im Trimer aus zwei SP-A1- und einer SP-A2-Untereinheit bilden die kollagenartigen Domänen eine Tripelhelix, die durch Wasserstoffbrücken- und Disulfidbindungen stabilisiert wird. Der Ersatz des vierzehnten von insgesamt 24 kollagenspezifischen Tripletts (Abfolge der drei Aminosäuren Gly-X-Y, wobei Y häufig Prolin ist) durch die Sequenz 67Pro-Cys-Pro-Pro70 unterbricht die Tripelhelix. Dieser Knick befindet sich etwa in der Mitte des rund 20 nm langen und 1,5 nm dicken Stiels, auf dem die globuläre Domäne von ungefähr 5 nm Durchmesser ruht.


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Abbildung 1-5: Aggregation der SP-A-Monomere zu Tripelhelices (nach Voss et al. 1991)

Nach Ausbildung der Disulfidbrücken zwischen den Monomeren der in Abbildung 1-5 gezeigten Tripelhelix bleibt im aminoterminalen Ende und an der Knickstelle der kollagenartigen Domäne je ein Cystein frei (26Cys und 68Cys).

Abbildung 1-6: Aggregation der SP-A-Tripelhelices zum Oktadekamer (nach Voss et al. 1991)

Sie stabilisieren die in Abbildung 1-6 gezeigten Oktadekamere aus sechs Tripelhelices, welche sich wie beim MBL und der ähnlich aufgebauten Untereinheit C1q des ersten Komplementfaktors zu einem Komplex von der Form eines Blumenstraußes aneinanderlagern.


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1.1.3 Funktion der einzelnen SP-A-Domänen

Intermolekulare Disulfidbindungen im aminoterminalen Ende ermöglichen die Aggregation der Trimere zu höheren Oligomeren. In dieser Form ist SP-A an der Surfaktantregulation und Phospholipidaggregation beteiligt ( McCormack et al. 1999).

Die kollagenartige Domäne wird wie der Komplementfaktor C1q vom Kollektin rezeptor (cC1qR) erkannt ( Malhotra et al. 1992). SP-A konkurriert mit C1q und dem mannosebindenden Lektin MBL um die Bindung an cC1qR und einem weiteren, kürzlich entdeckten Rezeptor (C1qRP) auf Monozyten und Makrophagen ( Nepomuceno et al. 1997).

Die Halsregion vermittelt die trimere Assoziation der globulären Domänen und nimmt Einfluss auf die Bindung an Phospholipide und das bakterielle Lipid A. SP-A tritt vor allem mit den im Surfaktant dominierenden gesättigten Fettsäuren in Wechselwirkung. Mit Kalziumionen bilden sich Lipidaggregate wie das tubuläre Myelin, das die Ausbildung des oberflächenaktiven Films beschleunigt ( McCormack 1998).

Abbildung 1-7: Funktionen des SP-A-Moleküls
CRD = Kohlehydraterkennungsregion (carbohydrate recognition domain); zu den Domänen vgl. Abbildung 1-4 .

In der globulären Domäne ist die Kohlehydraterkennungsregion (carbohydrate recognition domain, CRD) lokalisiert, die dem Molekül Lektin aktivität verleiht. Die CRD ist ebenfalls


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Ligand für Phospholipide ( Palaniyar et al. 1998) und die kalziumabhängige Bindung und Endozytose von SP-A durch Typ-II-Pneumozyten ( McCormack 1998). Auf Typ-II-Pneumozyten wurden die Proteine bp55 ( Stevens et al. 1995) und SPAR ( Korutla und Strayer 1999) identifiziert, die SP-A binden und für die Endozytose von Surfaktantbestandteilen sowie die Regulation der Surfaktantsekretion verantwortlich sind. Möglicherweise sind sie Teile eines Rezeptorkomplexes ( Kresch et al. 1998). Der außer auf Pneumozyten auch auf Makrophagen lokalisierte Rezeptor SPR 210 ( Chroneos und Shepherd 1996) stimuliert die Phagozytose. Die Affinität für Lipopolysaccharide und Glykoproteine macht SP-A auch zum Liganden am Lipopolysaccharidrezeptor CD14 auf Alveolarmakrophagen ( Sano et al. 1999) und am Glykoprotein gp-340, einem Mitglied der scavenger-Rezeptorfamilie ( Tino und Wright 1999).

Die Glykosylierung ermöglicht die Selbstaggregation mehrerer SP-A-Moleküle und ist so Voraussetzung zur Ausbildung tubulären Myelin s. Sie vermittelt die Bindung an Mykobakterien ( Pasula et al. 1999) und mit Neuraminsäure an virale Proteine ( Benne et al. 1995). Abbildung 1-7 gibt einen Überblick über das Ineinandergreifen der wichtigsten Funktionen.

1.1.4 SP-A als unspezifisches Opsonin

Die Lektin aktivität des SP-A richtet sich nicht nur auf D-Mannose und Fukose (exponierte Zuckermoleküle der Oberflächenglykoproteine von Bakterien), Lipid A (einen hoch konservierten Bestandteil der Lipopolysaccharidhülle gramnegativer Bakterien) und Glykolipide wie Galaktosylceramid, sondern auch auf Neuraminsäure und das Glykosphingolipid Asialo-GM2, die die Adhäsion von Bakterien und Viren an Körperzellen vermitteln. In Inkubationsversuchen mit markiertem SP-A und Abwehrzellen konnte in vitro die Opsonisierung und gesteigerte Phagozytose der am häufigsten in der Lunge vorkommenden Pathogene gezeigt werden ( Haagsman 1998). Im Tierversuch mit SP-A(-/-)knock-out-Mäusen, deren SP-A-Gene in der Keimbahn inaktiviert worden waren, konnte die verbesserte Elimination bestimmter Krankheitserreger nach Zufuhr von exogenem SP-A schließlich in vivo nachgewiesen werden ( Korfhagen et al. 1998).

SP-A steigert die phagozytische Aktivität auf ähnliche Weise wie IgG ( Schagat et al. 1999). Es stimuliert bei Makrophagen die Sekretion wichtiger Zytokine wie der Interleukine IL-1beta, IL-6 und IL-8, des Tumornekrosefaktors TNF-alpha ( Kremlev et al. 1997) und eines nicht näher charakterisierten Wachstumsfaktors (colony stimulating factor) CSF ( Kalina et al. 1995). Die Abwehrzellen exprimieren daraufhin vermehrt Rezeptoren ( Kabha et al. 1997) und bauen


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bakterielle Lipopolysaccharide durch erhöhte Freisetzung reaktiver Sauerstoffverbindungen ( Blau et al. 1997) schneller ab ( Stamme und Wright 1999). Bei der Bindung an Allergene von Pollen und Hausstaubmilben wirkt SP-A durch sterische oder kompetitive Hemmung der IgE-vermittelten Histaminfreisetzung immunmodulatorisch ( Wang et al. 1996). Einige Erreger scheinen die Bindung an SP-A jedoch als Vehikel zur Infektion pulmonaler Zellen zu benutzen.

Tabelle 1-1: Effekte von SP-A auf die Abwehr diverser Krankheitserreger in der Lunge (nach Haagsman 1998)
Unterstrichen
sind die Erreger, deren Abwehr durch SP-A verbessert wird.
Hervorgehoben sind die Erreger, deren Abwehr möglicherweise durch SP-A gestört wird

 

Krankheitserreger

Bindung

Phagozytoserate

Effekt

Grampositive

Staphylococcus aureus

ja

erhöht

Elimination

Bakterien:

Streptococcus pneumoniae

ja

erhöht

Elimination

 

A-Streptokokken

ja

erhöht

Elimination

 

B-Streptokokken

ja

erhöht

Elimination

Gramnegative

Mycoplasma pulmonis

ja

erhöht

Elimination

Bakterien:

Escherichia coli (J5)

ja

erhöht

Elimination

 

Klebsiella pneumoniae (K21a)

ja

erhöht

Elimination

 

Pseudomonas aeruginosa

ja

erhöht

Elimination

 

Haemophilus influenzae a

ja

erhöht

Elimination

 

Haemophilus influenzae b

nein

unverändert

keiner

Viren:

Adenovirus

ja

erhöht

Neutralisation

 

Respiratory-Synzytial-Virus

ja

erhöht

Neutralisation

 

Herpes-simplex-Virus 1

ja

erhöht

Neutralisation

 

Influenzavirus A (H3N2)

ja

erhöht

Neutralisation

 

Influenzavirus B

nein

unverändert

keiner

 

Mumpsvirus

nein

unverändert

keiner

 

Zytomegalievirus

ja

erhöht

Infektion (?)

Allergene:

Pollen

ja

erhöht

Immunmodulation

Fungi:

Aspergillus fumigatus

ja

erhöht

Immunmodulation

 

Cryptococcus neoformans

ja

vermindert

gestörte Abwehr

 

Candida albicans

ja

vermindert

gestörte Abwehr

Atypische

Pneumocystis carinii

ja

erhöht

Infektion (?)

Erreger:

Mycobacterium tuberculosis

ja

vermindert

Infektion (?)

SP-A bindet in vitro an die grampositiven Bakterien Staphylococcus aureus und Streptococcus pneumoniae ( McNeely und Coonrod 1993) sowie an Streptokokken der Serogruppe A ( Tino und Wright 1996). B-Streptokokken ( Korfhagen et al. 1998) wurden in vivo vermehrt phagozytiert. Aus der Gruppe der gramnegativen Erreger wurden Escherichia coli mit Antigen J5, also rauhen Lipopolysacchariden ( van Iwaarden et al. 1994), Klebsiellen des Serotyps K21a ( Kabha et


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al. 1997), Mycoplasma pulmonis ( Hickman-Davis et al. 1998), und Haemophilus influenzae des Typs a, nicht aber Typ b ( McNeely und Coonrod 1994) opsonisiert, wie Tabelle 1-1 zeigt. Die Wirkung gegen mukoide Stämme von Pseudomonas aeruginosa konnte in vivo demonstriert werden ( Mariencheck et al. 1999).

Influenza-A-Viren mit dem Antigen H3N2 werden von SP-A neutralisiert ( Benne et al. 1995). Vom Herpes-simplex-Virus 1 infizierte Zellen ( van Iwaarden et al. 1991), nicht aber Influenza-B- oder Mumpsviren, werden opsonisiert ( McCormack 1998). Die Phagozytose von Adeno- ( Harrod et al. 1999) und Respiratory-Synzytial-Viren ( Le Vine et al. 1999) wurde in vivo durch SP-A begünstigt. Fungi wie Candida albicans ( Rosseau et al. 1999) und Cryptococcus neoformans werden opsonisiert, ihre Phagozytose ist jedoch gestört ( Walenkamp et al. 1999). Die Bindung von SP-A an Konidien von Aspergillus fumigatus hingegen steigert die Phagozytose ( Madan et al. 1997a) und hemmt allergische Reaktionen ( Madan et al. 1997b).

Intrazelluläre Erreger wie Mycobacterium tuberculosis nutzen die Bindung an SP-A als Vehikel zur Infektion der Makrophagen, da tuberkulozide Stickstoffverbindungen in Anwesenheit von SP-A vermindert freigesetzt werden ( Pasula et al. 1999). Die durch SP-A verbesserte Phagozytose von Pneumocystis carinii ( Koziel et al. 1998) und Zytomegalievirus ( Weyer et al. 2000) scheint die Infektion ebenfalls zu beschleunigen.

1.1.5 1.1.5 SP-A in der bronchoalveolären Lavage ( BAL )

Die SP-A-Konzentration in der bronchoalveolären Lavage (BAL) ist interindividuell sehr variabel ( Ratjen et al. 1996) und schwankt während der Auseinandersetzung mit Pathogenen. Bei HIV-Infizierten wurden sowohl erhöhte ( Martin et al. 1995) als auch erniedrigte SP-A-Konzentrationen beobachtet ( Sternberg et al. 1995). Im Verlauf einer Pneumocystis carinii-Pneumonie ( Phelps et al. 1996) oder allergischen Erkrankungen wie der Farmerlunge ( Cormier et al. 1996) steigt die SP-A-Konzentration in der BAL an, ebenso bei Rauchern ( Nomori et al. 1998). Bei Bronchiolitis ( Dargaville et al. 1996) kommt es ebenso wie bei Sarkoidosis ( Gunther et al. 1999) zum Absinken des SP-A-Spiegels, bei Infektion mit dem Respiratory-Synzytial-Virus sind alle Surfaktantproteine vermindert ( Kerr und Paton 1999).

Beim klassischen Surfaktantmangelsyndrom, dem Atemnotsyndrom des Neugeborenen (RDS), an dem insbesondere Frühgeborene mit unreifem Surfaktantsystem erkranken, ist neben


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den Phospholipiden in der BAL auch der Gehalt an SP-A herabgesetzt und korreliert invers mit dem Schweregrad der Erkrankung ( Moya et al. 1994). In die schlecht belüfteten Alveolen eindringende Serumproteine komplizieren das Krankheitsbild, das ohne die vorübergehende Substitution mit exogenem Surfaktant oftmals nach Ausbildung hyaliner Membranen in der bronchopulmonalen Dysplasie (BPD) endet.

Eine verringerte SP-A-Konzentration in der BAL erhöht das Risiko, am akuten Atemnotsyndrom (ARDS) zu erkranken ( Kuroki et al. 1998). Patienten mit idiopathischer Lungenfibrose und wenig SP-A haben eine schlechtere Prognose ( McCormack et al. 1995). Es gibt inzwischen Hinweise, dass erniedrigte SP-A-Spiegel bei der Pathogenese von Pneumonien, Zystischer Fibrose ( Postle et al. 1999) und Birkenpollenallergie ( Hickling et al. 1998) eine Rolle spielen.

Die pulmonale Alveolarproteinose (PAP) ist durch die Akkumulation der hydrophilen Surfaktantproteine SP-A und SP-D in den Lungenbläschen charakterisiert ( Kuroki et al. 1998). Anstelle des in der normalen Lunge vorhandenen tubulären Myelin s bilden sich abnorme Strukturen. Das akkumulierende Protein reagiert positiv mit dem Periodsäure-Schiff-Reagenz (PAS). Die Alveolarproteinose tritt sekundär bei vielen chronischen Erkrankungen der Lunge auf, oftmals bleibt die Ätiologie jedoch ungeklärt. Bei Neugeborenen mit Alveolarproteinose dominiert das klinische Bild eines Atemnotsyndroms mit Fehlen von Phosphatidylglycerol und verminderter L/S-Ratio (Lecitin/ Sphingomyelin) in der BAL trotz normalem Reifezustand. Ein hereditärer Mangel des lipophilen Surfaktantproteins B aufgrund verschiedener Mutationen im SP-B-Gen ist eine häufige Ursache der kongenitalen Alveolarproteinose (CAP) mit letalem Verlauf (congenital alveolar proteinosis, Nogee et al. 1994), sie wird aber auch bei hereditärem GM-CSF-Rezeptormangel beobachtet ( Dirksen et al. 1997). Beide Erkrankungen werden autosomal rezessiv vererbt. Einige Patienten mit IgA-Mangel ( Webster et al. 1980) und lysinurischer Proteinintoleranz ( Parto et al. 1993) entwickeln ebenfalls noch während der Kindheit eine Alveolarproteinose.

1.2 Studien zur genotypischen Variabilität des SP-A

Die Arbeitsgruppe um Joanna Floros hat in zahlreichen Veröffentlichungen vier allelische Varianten des SP-A1-Gens und fünf allelische Varianten des SP-A2-Gens beschrieben. Nach der Benennung der zuerst aus mRNA des „pulmonalen Surfaktant-Apoproteins“ isolierten und in Form von DNA-Kopien (copyDNA) klonierten Sequenzen als PSAP-1A und PSAP-6A werden die Allele des SP-A1 als 6a und die des SP-A2 als 1a bezeichnet, wobei angefügte Ziffern die


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allelischen Varianten unterscheiden. Bis auf Allel 1a3 wurden sie alle mit einer Allelfrequenz von q > 1 % in der untersuchten Population von mehr als 250 Individuen beobachtet ( Floros et al. 1996). In ethnisch abgegrenzten Subpopulationen waren zum Teil erhebliche Abweichungen in den Frequenzen einzelner Allele beobachtet worden, die zusammen mit den Ergebnissen dieser Arbeit in Abschnitt 5.2.3 diskutiert werden.

Die in Tabelle 1-2 und Tabelle 1-3 ebenfalls gezeigten Allele 6a5 und 1a4 wurden von Karinch et al. 1998 homozygot in der Zelllinie H441 eines Adenokarzinoms charakterisiert, wobei offen bleibt, ob sie in der Normalpopulation vorkommen. Allel 6a5 stellt im Grunde ein Hybrid aus der 3‘-terminalen Hälfte von Allel 6a und dem 5‘-terminalen Ende des Allels 6a4 dar. Allel 1a4 unterscheidet sich vom Allel 1a1 nur durch das Fehlen der sonst invariant vorhandenen Substitution des Cytosin an dritter Position in Codon 202 durch Thymidin ( Karinch et al. 1998). Die Genese dieser Veränderungen ist unklar. Die übrigen Allele werden wegen der in Abbildung 1-1 dargestellten, engen Kopplung am Genort sftp1 (10q22-q23) kosegregiert, dass heißt als SP-A1/SP-A2-Haplotypen vererbt ( Floros et al. 1996).

Tabelle 1-2: Polymorphe Codons in den Allelen des SP-A1-Gens (nach Floros und Hoover 1998)
Angegeben sind die drei DNA-Basen des polymorphen Codons und gegebenenfalls die ausgetauschte Aminosäure.
Das kursiv gesetzte Allel wurde in der Zelllinie eines Adenokarzinoms beobachtet.

Exon:

1

1

2

4

4

Einzelbasensubstitution:

1101T>C

1193G>C

1544A>G

2985A>G

3241C>T

Aminosäureaustausch:

Val19Ala

Val50Leu

(62Pro)

(133Thr)

Arg219Trp

Allel 6a:

GCG (Ala)

CTC (Leu)

CCG

ACG

CGG (Arg)

Wildtypallel 6a2:

GTG (Val)

GTC (Val)

CCA

ACA

CGG (Arg)

Allel 6a3:

GTG (Val)

CTC (Leu)

CCA

ACA

CGG (Arg)

Allel 6a4:

GTG (Val)

CTC (Leu)

CCG

ACA

TGG (Trp)

neues Allel 6a5:

GCG (Ala)

CTC (Leu)

CCG

ACA

TGG (Trp)

Tabelle 1-3: Polymorphe Codons in den Allelen des SP-A2-Gens (nach Floros und Hoover 1998)
*: Die Substitution des Cytosin für Thymidin an dritter Position in Codon 202 kennzeichnet sonst das SP-A1-Gen.

Exon:

1

2

4

4

4

Einzelbasensubstitution:

1098A>C

1649G>C

3018C>T

3204T>C*

3265C>A

Aminosäureaustausch:

Asn9Thr

Ala91Pro

(140Ser)

(202Asp)

Gln223Lys

Wildtypallel 1a0:

AAC (Asn)

GCT (Ala)

TCC

GAT

CAG (Gln)

Allel 1a:

ACC (Thr)

CCT (Pro)

TCC

GAT

CAG (Gln)

Allel 1a1:

ACC (Thr)

GCT (Ala)

TCT

GAT

AAG (Lys)

Allel 1a2:

ACC (Thr)

GCT (Ala)

TCC

GAT

CAG (Gln)

Seltenes Allel 1a3:

AAC (Asn)

GCT (Ala)

TCT

GAT

AAG (Lys)

Neues Allel 1a4:

ACC (Thr)

GCT (Ala)

TCT

GAC*

AAG (Lys)


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Unbekannt ist, ob sich hinter den zahlreichen Polymorphismen in den SP-A-Genen eine Mutation verbirgt, die ein defektes Genprodukt kodiert. Es gibt Hinweise auf eine Beteiligung des SP-A bei der Pathogenese der in Abschnitt 1.1.5 erwähnten multifaktoriellen Erkrankungen. Individuen mit einem SP-A-Gendefekt sollten eine erhöhte Disposition für die Entwicklung derartiger Erkrankungen erkennen lassen, falls das mutierte SP-A-Gen ein Empfänglichkeitsgen (susceptibility gene) für die Manifestation eines Surfaktantproteindefekts darstellt.

Assoziationsstudien sind ein geeignetes Verfahren zum Nachweis des schwachen Effekts eines Empfänglichkeitsgens auf das Auftreten multifaktorieller Erkrankungen, da sie sensitiver sind als Kopplungsanalysen und nicht die Untersuchung betroffener Familienmitglieder erfordern ( Floros und Hoover 1998). Der Arbeitsgruppe um J. Floros gelang der Nachweis einer Assoziation des Wildtypallels 1a0 mit dem Auftreten des Atemnotsyndroms ( RDS ) bei weißen Neugeborenen mit einem Gestationsalter von mehr als 28 SSW ( Kala et al. 1998). Dieses Allel scheint als Bestandteil des Haplotyps 6a2/1a0 weniger mRNA als andere zu exprimieren ( Karinch et al. 1997). Der Nachteil, den dieser in der Normalpopulation am häufigsten beobachtete Haplotyp für Neugeborene mit unreifem Surfaktantsystem mit sich bringt, wird möglicherweise durch einen noch unbekannten Heterozygotenvorteil ( Floros und Hoover 1998) bei der Abwehrfunktion kompensiert, der in Abschnitt 5.3.3 eingehend diskutiert werden soll.

Für Träger des Allels 1a0 des SP-A-Gens und einer Deletion oder Insertion im Intron 4 des SP-B-Gens war das Risiko deutlich höher. Da eine genetische Kopplung mit SP-B auf Chromosom 2 ausgeschlossen ist, wird der überadditive Effekt als Beweis für die synergistische Wirkung von SP-A und SP-B in der Pathogenese des RDS gewertet. Beide Proteine sind zur Ausbildung tubulären Myelin s nötig. Varianten im Intron 4 des SP-B scheinen auch mit einem erhöhten Risiko korreliert, am akuten Atemnotsyndrom (ARDS) zu erkranken ( Max et al. 1996). Derartige Synergien sind bei der Analyse von Surfaktantproteindefekten zu beachten. Bei der konnatalen Alveolarproteinose mit SP-B-Mangel akkumulieren abnorme Komplexe von SP-A und SP-D sowie aberrante Vorläufer des SP-C (pro-SP-C, Vorbroker et al. 1995). Bei der Abwehr von Infektionen der Lunge könnten sowohl SP-A als auch SP-D eine Rolle spielen.


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