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1.  Einleitung

In der klinischen Medizin besteht die Notwendigkeit, Organe bei Versagen oder bei Ver­lust durch Prothesen oder Transplantate zu ersetzen. Neben ganzen Organen, wie z. B. Herz, Niere, Leber und Lunge, werden auch Gewebe, wie Knochen, Knorpel, Muskel und Haut, transplantiert [1]. Eine mögliche Komplikation bei der Organ- und Gewebe­transplantation stellt die Immunreaktion des Empfängers gegen das körperfremde Transplantat dar. Die Immunreaktion kann zu einer Transplantatabstoßung führen und erfordert deswegen eine lebenslange Immunsuppression [1]. Patienten, die ein neues Organ benötigen, werden zudem mit der Situation konfrontiert, dass ein Mangel an Spenderorganen herrscht, was im Einzelfall zu unbefristeten Wartezeiten führt [2].

Neue Perspektiven ergeben sich durch den Einsatz von Tissue Engineering, denn durch die Entnahme von geringen Mengen an körpereigenem Gewebe kann durch Vermehrung und Differenzierung autologes Ersatzgewebe zur Verfügung gestellt
werden [1]. Ein Anwendungsgebiet von Tissue Engineering in der plastisch­rekonstruktiven Chirurgie ist die Deckung von strukturellen Defekten im Kopf-Hals­Bereich mit Ersatzmaterialien wie Knochen und Knorpel [3]. Die vorliegende Arbeit
beschäftigt sich mit den Grundlagen für den Ersatz einer Luftröhre.

1.1. Aufbau und Rekonstruktion der Trachea

Die Trachea ist eine luftleitende Röhre und gehört zum konduktiven Teil des
Respirationstraktes. Hierbei erfüllt die Trachea drei essentielle Funktionen: Anwärmen, Anfeuchten und Reinigen der Atemluft. Die Trachea (Abb. 1) lässt sich mit einem elas­tischen Rohr vergleichen. Sie erstreckt sich vom Larynx bis zur Aufteilung an der Carina in die beiden Hauptbronchien über eine Länge von 9 bis 14 cm [4]. Topographisch liegt die Trachea ventral vom Ösophagus und mündet in das obere Mediastinum. Die 16 bis 20 hufeisenförmigen Spangen aus hyalinem Knorpel in Kombination mit der dorsalen Paries membranaceus stabilisieren das Lumen der Trachea und erlauben gleichzeitig ein Höchstmaß an Flexibilität [4]. Das Lumen der Trachea wird von dem respira­torischen Flimmerepithel ausgekleidet [5].


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Abb. 1 : Darstellung der Trachea in dorsolateraler Ansicht. Die Trachea besteht aus 16 bis 20 Knorpelspangen und einer elastisch-muskulösen Membran auf der Rückseite. Das Innere der Röhre wird von der Schleimhaut der Atemwege ausgekleidet [4].

Die primäre Funktion der Trachea besteht in der Ventilation der Lungen. Defekte der Trachea können traumatischer, infektiöser oder tumoröser Genese sein und die Ven­tilation erheblich einschränken. Die weiträumige Resektion von Tumoren im thorakalen sowie im Kopf-Hals-Bereich und die Behebung von langstreckigen Trachealstenosen können eine Rekonstruktion der Trachea erfordern, weil nur so ein genügend weites Lumen für die Passage der Atemluft aufrecherhalten werden kann [6].

Symptome der Trachealstenose [6]:

In annähernd 80% der Fälle entsteht eine Trachealstenose aufgrund von Langzeit­intubation oder durch inadäquat ausgeführte Tracheotomie [7]. Vor allem bei Kindern


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werden kongenitale Stenosen und die Laryngotracheomalazie beobachtet, ein Zustand mit Erweichung der knorpeligen Anteile der Luftröhre [8]. Inhalative Traumen und Verät­zungen betreffen insbesondere das respiratorische Epithel und können zu narbigen Strikturen führen. Tumoren sind eine weitere Ursache für Stenosierung der Trachea. Eine Vergrößerung der Schilddrüse durch eine Struma oder ein Karzinom kann das Lumen der Trachea von außen komprimieren [6]. Das Ösophaguskarzinom und
mediastinale Tumoren wie das Lymphom sind weitere Tumoren, die in topographischer Nachbarschaft zur Trachea stehen und eine partielle Resektion der Trachea erfordern können. Larynxkarzinome und Bronchialkarzinome können sekundär in das Lumen der Trachea einwachsen [6]. Primäre intratracheale Tumoren treten hingegen selten auf: Das Papillom ist mit dem humanen Papillomavirus Typ 6 und 11 assoziiert und zeigt
eine Neigung zu Rezidiven; das Adenoid-Zystische-Karzinoid gehört zu den malignen Tumoren und geht ursprünglich vom Drüsengewebe aus [6].

Stenosen der Trachea schränken die Lebensqualität stark ein und können bei starker Ausprägung vital gefährdend sein [9]. In der Therapie von Trachealstenosen liefert
die Resektion kurzer stenotischer Bereiche von bis zu 4 cm mit anschließender End-zu­End-Anastomose eine 90%ige Erfolgsquote [6]. Maximal kann eine Resektion aber
nur bis zur halben Länge der Trachea, etwa 6 cm, sicher durchgeführt werden [9].
Extensive Trachealstenosen können durch eine Tracheal-Erweiterungs-Plastik nach der Methode von Rethi gelindert werden [10]. Dabei wird die Engstelle longitudinal ge­spalten und durch Einsetzen von autologem Rippenknorpel geweitet. Bei tumorösen Trachealstenosen kann zur palliativen Behandlung das Lumen der Trachea durch den Einsatz von Silikon-Stents stabilisiert werden [11]. Die häufigsten Komplikationen bei Tracheal-Stents sind Sekretretention mit 31% und Stentdislokation mit 17% [12].

Ein optimaler Trachealersatz muss mindestens zwei Anforderungen genügen: Er muss erstens aus einem Rohr mit lateraler Stabilität und longitudinaler Elastizität bestehen, und zweitens sollte er mit einem zilientragenden respiratorischen Epithel ausgestattet sein [9]. Bisher gibt es allerdings keine Methode, die die kurative Versorgung lang­streckiger Trachealstenosen auf Dauer zufriedenstellend gewährleistet [9]. Operations­methoden, bei denen der stenotische Trachealabschnitt durch Prothesen dauerhaft
ersetzt wird, gelten bislang nicht als etabliert [9]. Zwar gelingt es, die biomechanischen Eigenschaften der Trachea durch solide oder poröse Materialien nachzuahmen, die Grundproblematik einer permanenten reizlosen Inkorporation von Trachealprothesen


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scheint dennoch ungelöst. Durch mangelnde Epithelisierung der Prothese kommt es zur Bildung von Narbengewebe und zur Stenosierung [13, 14]. Weitere Probleme sind
Infektionen und Nahtdehiszenz [15]. Bisher werden synthetische Prothesen wie Herz­klappen, Gefäß- und orthopädische Prothesen nur in sterilen mesenchymalen Geweben erfolgreich toleriert [9]. Besonders unangenehm empfinden Patienten eine mögliche Borkenbildung und die bakterielle Besiedlung der Trachea, z. B. mit Pseudomonas
aeruginosa, die mit fauligem Odor einhergeht [9]. Die Funktionalität eines Tracheal­ersatzes hängt, neben der Epithelisierung, auch wesentlich von der Vaskularisierung ab. Nur eine suffiziente Vaskularisierung sorgt für die Vitalität eines großen Gewebe­transplantates und beugt der Komplikation einer Nekrose vor [16, 17]. Die
Epithelisierung des Trachealersatzes übernimmt eine antiinfektiöse Schutzwirkung und vermindert das Risiko der exzessiven Bildung von Granulationsgewebe [14].

1.2. Respiratorisches Epithel

Histologisch betrachtet handelt es sich bei dem respiratorischen Epithel um ein mehr­reihiges hochprismatisches Epithel (Abb. 2), bei dem alle Zellen auf der Basalmembran verankert sind, jedoch nicht jede Zelle die Oberfläche erreicht [5]. Innerhalb des respira­torischen Epithels lassen sich drei Zelltypen unterscheiden: Basalzellen, Becherzellen und Zilienzellen [18].

Abb. 2 : Darstellung des mehrreihigen hochprismatischen Flimmerepithels mit seinen drei Zelltypen, den Zilienzellen, Becherzellen und Basalzellen sowie der Basalmembran auf der Unterseite [18].


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Untersuchungen weisen darauf hin, dass bei dem respiratorischen Epithel zumindest funktionell zwei Schichten unterschieden werden können, nämlich eine Basalzellschicht und eine Schicht aus hochprismatischen Becher- und Zilienzellen [19]. Die Basal­membran wird via Hemidesmosomen zu 90% mit Basalzellen bedeckt [20]. Die hoch­prismatischen Becher- und Zilienzellen sind ihrerseits mittels Desmosomen auf den
Basalzellen verankert [20]. Die Becherzellen und die Zilienzellen wirken zusammen bei der mukoziliären Clearance [21]. Fremdpartikel, wie z. B. Staub, werden durch das
muköse Sekret der Becherzellen gebunden. Durch den direktionalen Zilienschlag der Flimmerzellen werden die gebundenen Partikel in Richtung Pharynx transportiert und können dort abgehustet oder geschluckt werden [5].

Den drei Zelltypen des humanen respiratorischen Epithels werden folgende Eigen­schaften zugesprochen: Die Zilienzellen gelten als terminal differenziert und können sich nicht mehr teilen [22]. Die Becherzellen gehören zu den sekretorischen Zellen und werden allgemein als teilungsfähig angesehen [22]. Die Basalzellen gelten als Vor­läuferzellen des respiratorischen Epithels und besitzen das Potential zur Proliferation und zur Differenzierung in Becher- und Zilienzellen [22, 23]. Allerdings ist es strittig, ob ausschließlich die Basalzelle als Vorläuferzelle gelten darf. Dagegen spricht die
Behauptung, dass nur sekretorische Zellen ein differenziertes respiratorisches Epithel regenerieren können [24, 25]. Die zentrale Rolle der Basalzelle als Vorläuferzelle im
respiratorischen Epithel wird jedoch in der einschlägigen Literatur überwiegend befür­wortet [20, 26, 27]. Im nativen humanen respiratorischen Epithel sind die Basalzellen, die durch Färbung der intrazellulären Zytokeratine CK5/14 spezifisch nachgewiesen werden, mit einem Anteil von ca. 30% vertreten [28]. Die Basalzellen übernehmen bei Epithelverlust zusätzlich eine Barrierefunktion, indem sie sich abflachen und verbreitern [29].

1.3. Conchae nasales

Die Conchae nasales ragen als hakenförmige Lamellenknochen von der lateralen Wand der Cavitas nasi (Abb. 3) hervor. Als Bestandteil der oberen Atemwege werden die Conchae nasales von der respiratorischen Mukosa überzogen und sind schwellungs­fähig. Von den drei paarig angelegten Nasenmuscheln bilden allein die Conchae
nasales inferiores einen selbstständigen Knochen [4].


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Abb. 3 : Links: Sagittalschnitt durch die Nasenhöhle mit Darstellung der drei Nasen­muscheln (A, Quelle: Yavivo, Lifeline). Rechts: Abbildung des unteren Nasenmuschel­paares nach operativer Entnahme (B).

Die operative Entfernung der Nasenmuscheln (Abb. 3) wird als Konchotomie
bezeichnet. Die Indikation dazu ist z. B. geboten bei Hyperplasie der Nasenmuscheln und bei chronischer Verlegung der Atemwege mit der möglichen Komplikation einer
Sinusitis [30]. Die Conchae nasales inferiores sind mit dem respiratorischen Epithel ausgestattet und können deshalb als Zellquelle für das Tissue Engineering der Trachea verwendet werden [31].

1.4. Tissue Engineering

Der Begriff Tissue Engineering geht auf die Verwendung durch die amerikanische
National Science Foundation (NSF) im Jahr 1987 zurück [32]. Heute gestaltet sich das Tissue Engineering als ein interdisziplinäres Forschungsgebiet aus den Bereichen Bio­technologie, Zellbiologie, Zellkulturtechnik, Biomaterialentwicklung und klinische
Medizin [3]. Tissue Engineering wird definiert als das Vermehren von Zellen in vitro mit anschließender Redifferenzierung in ein funktionelles Gewebe. Ein interessantes Einsatzgebiet von Tissue Engineering besteht in der Herstellung von autologen
Transplantaten (Abb. 4).

Die Verfahren zur Herstellung von autologen Transplantaten aus Knorpel, Haut und Knochen haben bereits klinische Relevanz erreicht. Knorpeldefekte können u. a. durch die Autologe-Chondrozyten-Transplantation (ACT) behandelt werden. Dazu wird in den Knorpeldefekt eine Zellsuspension aus autologen Chondrozyten eingebracht und mit


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einem Periostlappen abgedeckt [33]. Neuerdings ist es möglich, Gelenkdefekte durch autologe Chondrozyten in stabilen resorbierbaren Vliesen passgenau auszubessern [34]. Die „Haut aus der Tube“ wird dazu verwendet, oberflächliche Ulcerationen der
Epidermis zu verschließen [35]. Die Sinuslift-Operation bedient sich der Augmentation von atrophen Oberkieferknochen mit autologem Periost, wodurch sich die Möglichkeit für eine stabile Zahnimplantation bietet [36].

Abb. 4 : Schematische Veranschaulichung des Prinzips von Tissue Engineering zur autologen Transplantatherstellung am Beispiel der Trachealrekonstruktion. Geringe Mengen körpereigenes Gewebe werden in einer Biopsie entnommen. Nach Ver­mehrung außerhalb des Körpers können differenzierte Zellen dazu verwendet werden, geschädigte Organe und ihre Funktionen wiederherzustellen [4].

Erste Schritte zur Defektheilung einer Luftröhre mit den Methoden des Tissue
Engineerings sind bereits vollzogen [31]. Bestrebungen, die knorpelige Röhre der
Trachea unter Verwendung von autologen Chondrozyten nachzuempfinden, erweisen sich als vielversprechend [37, 38]. Weitere Studien zeigen, dass es möglich ist, bei
Versuchstieren die Trachea in vitro vollständig vom Epithel zu befreien, anschließend durch kultivierte Epithelzellen zu reepithelialisieren und das fertige Trachea-Epithel­Transplantat in Nacktmäuse subkutan zu implantieren [26, 39]. Darüber hinaus lässt


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sich auch ein alloplastischer Trachealersatz mit einem respiratorischen Epithel aus­kleiden [14, 40]. Die Besiedelung eines Trachealersatzes mit humanen respiratorischen Epithelzellen (HRE-Zellen) beschränkt sich bisher hauptsächlich auf die Verwendung von Epithelzellgemischen. Alternativ würde die Verwendung einer reinen Population von Vorläuferzellen neue Möglichkeiten eröffnen: Vorläuferzellen besitzen den Vorzug, dass sie eine schier unbegrenzte Proliferationskapazität besitzen und durch Differenzierung die funktionellen Zelltypen eines Gewebes erzeugen [41]. Die Fähigkeit von Vorläufer­zellen zur Differenzierung wird u. a. bei mesenchymalen Stammzellen eindrucksvoll demonstriert, da diese pluripotenten Zellen Knochen, Knorpel und Fett bilden können [42].

1.5. Zellmarker zur Gewebecharakterisierung

Lektine und Antikörper eignen sich als Zellmarker zur Charakterisierung des Gewebes aus dem Respirationstrakt, da mit ihnen der Nachweis von spezifischen Antigenen der Epithelzellen gelingt. Lektine werden meist aus Pflanzen isoliert und binden spezifisch an die terminalen Monosaccharide von Kohlenhydraten [43].

Übersicht über die Bindungsspezifität der Lektine:

Lektine:

Spezifische Kohlenhydrate:

Ulex-Europaeus-Agglutinin Ι (UEA)

α-L-Fukose [43]

Peanut-Agglutinin (PNA)

β-D-Galaktose [43]

Griffonia-Simplicifolia-Agglutinin Ι B4 (GSA)

α-D-Galaktose [44]

Bei den Antikörpern erweisen sich vor allem extrazelluläre Antigene als interessante Bindungsstellen im Hinblick auf eine mögliche Selektion einzelner Zellen. Das ober­flächliche Antigen CD44 (Abb. 5) kann über monoklonale Antikörper gebunden und damit spezifisch nachgewiesen werden. Neben einer ubiquitären Standardform CD44S existieren die variablen Isoformen CD44v1 - v10, die aufgrund von alternativem


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Spleißen entstehen und sich durch eine restriktivere Spezifität auszeichnen [45]. Die
variablen Isoformen CD44v6 und CD44v9 gelten als spezifisch für verschiedene
Epithelien und kommen dort vor allem auf Basalzellen vor [46].

Abb. 5 : Struktureller Aufbau des membranständigen Antigens CD44 in seiner
Standardform. Durch Einfügen von zusätzlichen Peptidsequenzen entstehen variable Isoformen, wie z. B. CD44v6 und CD44v9. Die variablen Isoformen sind in ihrem Vor­kommen und in ihrer Spezifität stärker eingeschränkt (Quelle: Glycoforum, Seikagaku).

1.6. Verfahren der Zellseparation

Für eine erfolgreiche Zellseparation bestehen zwei wesentliche Voraussetzungen.
Erstens müssen die Zellen als Einzelzellsuspension vorliegen, was bei flüssigen
Geweben wie dem Blut unmittelbar gewährleistet ist. Hingegen erfolgt bei soliden
Geweben, wie dem respiratorischen Epithel, zuvor eine Isolierung der Zellen aus dem Gewebeverband mittels enzymatischen Verdaus. Zweitens müssen die einzelnen Zell­typen aus dem Zellgemisch charakteristische Merkmale aufweisen, die eine eindeutige Unterscheidung von einander ermöglichen [47]. Die Merkmale können physikalischer oder immunologischer Natur sein. Physikalische Merkmale sind z. B. Größe und Masse einer Zelle, während oberflächliche Antigene eine immunologische Unterscheidung
anhand von monoklonalen Antikörpern gestatten [47].


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Die Zelltrennverfahren lassen sich technisch in parallele und serielle Verfahren unter­teilen. Bei parallelen Zelltrennverfahren werden viele Zellen gleichzeitig aufgrund einer einzigen Eigenschaft sortiert. Bei seriellen Zelltrennverfahren dagegen werden die
Zellen einzeln gemessen und sortiert, wobei mehrere Eigenschaften berücksichtigt
werden können [47].

1.6.1. Parallele Zelltrennverfahren

Die parallelen Verfahren Filtration, Lyse und Panning können wegen ihrer Ungenauig­keit hauptsächlich für eine Voranreicherung der Zielzellen eingesetzt werden [47]. Durch Filtration mit Nylongazen definierter Porengröße können störende Zellaggregate
eliminiert werden. Die selektive Lyse befreit z. B. das Primärisolat von den Erythrozyten und erleichtert eine Zellzählung. Das Prinzip der Dichtezentrifugation wird bei einem Percoll-Gradienten angewendet [48, 49]. Die Percoll-Lösung einer definierten Dichte ermöglicht es, durch Zentrifugation Erythrozyten und Zelltrümmer mit größerer Dichte aus Zellgemischen zu depletieren. Unter Panning wird die selektive Adhärenz von
Zellen an bestimmte Oberflächen verstanden [47].

Wichtigster Vertreter der parallelen Zelltrennverfahren ist die magnetische Zell­separation (MACS, Abb. 6). Bei dieser Methode werden die Zielzellen durch Konjugate aus monoklonalen Antikörpern und kleinen superparamagnetischen Partikeln
(Microbeads) markiert [50]. Laut Angaben des Herstellers Miltenyi Biotec bestehen die Microbeads aus Dextranpolymeren, mit Eisenoxid beschichtet, und besitzen eine durchschnittliche Partikelgröße von 50 nm. Durch die Kombination eines Permanent­magneten, in dem seltene Erden wie Barium-Neodym enthalten sind, mit Säulen mit
einer Matrix aus ferromagnetischen Stahlkügelchen können Hochgradienten-Magnet­Felder mit der Feldstärke von 1,5 Tesla erzeugt werden. Die magnetische Zell­separation kann, aufgrund der geringen Größe der Apparatur, unter einer sterilen
Sicherheitswerkbank erfolgen und ermöglicht später die Kultivierung der separierten Zellpopulationen. Die magnetische Separation lässt sich leicht am Durchflusszytometer kontrollieren, wenn neben magnetisch-konjugierten Antikörpern auch fluorochrom­konjugierte Antikörper eingesetzt werden [47].


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Abb. 6 : Schematische Darstellung der magnetischen Zellseparation. Innerhalb des Zellgemischs werden die Zielzellen magnetisch markiert. Die Zellsuspension wird nun über eine spezielle Trennsäule gegeben, die sich in einem starken Magnetfeld befindet. Die unmarkierten Zellen passieren die Säule ungehindert, während die markierten Ziel­zellen zunächst festgehalten und erst später außerhalb des Magnetfeldes ausgespült werden [47].

Die magnetische Separation kann dazu dienen, Basalzellen als Vorläuferzellen aus dem respiratorischen Epithel zu gewinnen, um sie anschließend auf ihre Eignung zur Epithelisierung eines Trachealersatzes zu prüfen. Eine Anreicherung von Basalzellen mittels MACS ist bislang nur für das respiratorische Epithel der Ratte beschrieben;
dabei wird das Lektin GSA Ι B4 als Basalzellmarker verwendet und eine zu 90% reine Population an Basalzellen erzielt [51].


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1.6.2.  Serielle Zelltrennverfahren

Die Fluoreszenz-aktivierte-Zell-Sortierung (FACS, Abb. 7) stellt das einzig relevante Verfahren für serielle Zelltrennung dar. Beim Messvorgang wird eine Zellsuspension,

Abb. 7 : Schematische Darstellung der Fluoreszenz-aktivierten-Zell-Sortierung. Inner­halb eines Zellgemischs werden die Zielzellen mit einem Fluoreszenzfarbstoff markiert. Die Zellsuspension wird dann mit Druckluft angepresst und über einen Schlauch zu
einer Düse transportiert. Hier wird nun ein dünner Flüssigkeitsstrahl erzeugt und die Zellen passieren hintereinander einen Laserstrahl. Dabei entsteht Streulicht und die Zielzellen emittieren zusätzlich Fluoreszenzlicht. Danach werden die Zellen einzeln in Tropfen verpackt und wahlweise mit einer positiven oder negativen Ladung versehen. Aufgrund der elektrischen Ladung werden die Zielzellen abgelenkt und getrennt von den unmarkierten Zellen gesammelt [47].


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die fluoreszenzmarkierte Zellen enthält, mit Druckluft aus dem Reaktionsgefäß durch einen dünnen Schlauch zu einer Düse transportiert. Dort werden die Zellen durch
hydrodynamische Fokussierung innerhalb eines Flüssigkeitsstrahles stark beschleunigt und müssen am Analysepunkt einen Laserstrahl passieren, wobei sie das Licht in ver­schiedene Richtungen streuen. Das Vorwärtsstreulicht (forward scatter) ist dabei ein
relatives Maß für die Größe der Zellen, während das Seitwärtsstreulicht (side scatter) Auskunft über die Granularität der Zellen gibt [47]. Fluoreszenzmarkierte Zellen
emittieren zusätzlich Fluoreszenzlicht mit einer spezifischen Wellenlänge. Am Abriss­punkt werden die Zellen selektiv mit einer negativen oder positiven elektrischen Ladung versehen, durch einen piezoelektrischen Schwingungsgeber stabilisiert in Tropfen ver­packt und anschließend in einem statisch elektrischen Feld in verschiedene Auffang­behälter abgelenkt [47].

Mittels FACS kann eine fluoreszenzmarkierte Zellsuspension entweder rein analytisch betrachtet oder in verschiedene Fraktionen separiert werden. Unter Verwendung von Lektin GSA Ι B4 konjugiert mit Fluoreszein ist bei Ratten mittels FACS eine Anreicherung von Basalzellen aus dem respiratorischen Epithel möglich [27]. Analog ergibt sich mittels FACS bei der Separation von Basalzellen aus dem humanen respiratorischen Epithel mit GSA-Ι-B4-FITC eine Population von 80%iger Reinheit [52]. Im Hinblick auf eine Kultivierung erscheint es jedoch problematisch, dass die Vitalität der Zellen aufgrund der vorherrschenden Scherkräfte im FACS auf ca. 60% absinkt
[27, 52].

1.7. Zielsetzung der Arbeit

Im Hinblick auf die Herstellung eines humanen Trachealersatzes soll untersucht werden, unter welchen Bedingungen dies durch den Einsatz von Tissue Engineering in vitro möglich ist. Für einen optimalen Trachealersatz ist, neben einer bewegungs- und druckstabilen Röhre aus Knorpelspangen, die Anwesenheit eines differenzierten zilien­tragenden Epithels notwendig. Die Basalzellen gelten als die Vorläuferzellen des humanen respiratorischen Epithels und verfügen dementsprechend über eine aus­reichende Proliferationskapazität und über das Potenzial zur Differenzierung.


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Die Ziele der vorliegenden Arbeit lauten:

  1. Isolierung der humanen respiratorischen Epithelzellen mittels enzymatischen Verdaus unter Berücksichtigung der Vitalität.
  2. Kultivierung der humanen respiratorischen Epithelzellen zur Amplifikation bei gleichzeitiger Erhaltung der typischen morphologischen Eigenschaften.
  3. Magnetische Separation der Vorläuferzellen aus humanem respiratorischem Epithel durch Verwendung spezifischer Zellmarker.


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21.02.2005