Uta S. Joos: Untersuchungen zum Adhäsions- und Migrationsverhalten eukaryotischer Zellen auf künstlichen Substraten |
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Untersuchungen zum Adhäsions- und Migrationsverhalten
eukaryotischer Zellen auf künstlichen Substraten
Dissertation
zur Erlangung des akademischen Grades
doctor rerum naturalium
(Dr. rer. nat.)
im Fach Biophysik
eingereicht an der
Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
der Humboldt-Universität zu Berlin
von
Dipl.-Biochem. Uta S.
Joos
geb. Euler
30. November 1977 Essen
Präsident der Humboldt-Universität zu Berlin
Prof. Dr. Christoph Markschies
Dekan der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät I
Prof. Thomas Buckhout, PhD
Gutachter:
1. Prof. Dr. Günter R. Fuhr
2. Prof. Dr. Roland Glaser
3. Prof. Dr. Volker Herzog
Tag der mündlichen Prüfung: 19. Februar 2007
Abstract
Der zerstörungsfreien Charakterisierung und Analyse von lebenden humanen Zellen über längere Zeiträume kommt zukünftig in Medizin und Biotechnologie eine zentrale Rolle zu. Für eine therapeutische Nutzung müssen die Zellen nach der Analyse unverändert und vital vorliegen.
Ein Ansatz beruht auf der Analyse von nanoskopischen Zellrückständen, die von Zellen während der Migration hinterlassen werden, den Zellspuren. Diese spiegeln in repräsentativer Weise die Merkmale der Erzeugerzelle wider. Für die technische Nutzung muss der Entstehungsprozess reproduzierbar kontrolliert werden können.
Im Zusammenhang wurde ein Versuchsaufbau zur Beobachtung der dynamischen Prozesse Adhäsion, Migration und substratnahe Organisation des Zytoskeletts von lebenden Zellen entwicklet, der hochauflösende Langzeitbeobachtungen mittels Totaler Interner Reflexions Fluoreszenz (TIRF-) Mikroskopie ermöglicht. Zur Auswertung wurde eine auf Falschfarben beruhende Darstellungsweise der dynamischen Prozesse entwickelt.
Es konnte eine Korrelation der Eigenschaften der Zellspuren mit dem Adhäsions- und Migrationsverhalten, sowie dem Aufbau der substratnahen Bereiche des Zytoskeletts der Erzeugerzellen nachgewiesen werden. Ebenso wurde der Einfluss der oberflächenspezifischen Substrateigenschaften (Beschichtung oder topografische Strukturierung) auf die Zellspurablage gezeigt.
Abstract englisch
Nondestructive characterisation and analysis of human living cells over a long period will be an important issue for medicin and biotechnology in the near future. In order to use the cells after analysis for therapeutical applications, the cells have to be unmodified and still alive after the analytical procedure.
The analysis of nanoscopic cell residues, called cell traces, which are left behind during cell migration represent an appropriate approach. Attributes of the donor cell are shown by the cell trace characteristically. In order to use cell traces for biotechnological applications the formation and deposition of cell traces has to be repeatable.
Thus, an experimental set up using Total Internal Fluorescence Microscopy (TIRF) has been established to observe the dynamic processes of cell adhesion, cell migration and the organisation of the cytoskeleton used therein. Using miscolours a new embodiment has been developed to evaluate dynamic processes.
Cell adhesion, cell migration and the organisation of the actin cytoskeleton of the donor cells have been found to influence the attributes of cell traces. Further specific modified surfaces have been used to influence the deposition of cell traces. Effects have been shown for coated surfaces or surfaces with a topographic structure.
Inhaltsverzeichnis
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1 Zusammenfassung
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2 Einleitung
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3 Zellbiologischer Hintergrund
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3.1
Zellmigration
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3.1.1
Migrationsformen
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3.1.2 Einfluss des Aktin-Zytoskeletts auf die Zellmigration
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3.1.2.1
Aktinstrukturen der Zellfront
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3.1.2.2 Aktinstrukturen des Zellkörpers
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3.2
Zelladhäsion an Substraten
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3.3 Ablösung des Zellendes vom Substrat
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3.4 Zellspuren
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3.4.1
Morphologische Beschreibung
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3.4.2 Zusammensetzung von Zellspuren
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3.4.3 Entstehung von Zellspuren
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3.4.4 Alterungsprozess von Zellspuren
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3.4.5 Zellspuren anderer Zellarten
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3.5 Einfluss strukturierter Oberflächen auf Zellen
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4 Methodischer Teil
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4.1
Materialien
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4.2 Methoden
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4.2.1
Zellkultur
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4.2.2 Beschichtung von Substratoberflächen
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4.2.3 Fluoreszenzverfahren
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4.2.4 Totale Interne Reflexions Fluoreszenz (TIRF-) Mikroskopie
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4.2.5 „Confocal Laser Scanning“-Mikroskopie (CLSM)
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4.2.6 Strukturierung von Oberflächen
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4.2.6.1
Elektronenstrahl-Lithographie
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5 Ergebnisse
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5.1
Dynamik des Migrationsverhaltens
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5.2 Charakterisierung der Adhäsion
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5.3
Dynamik der Adhäsionsmuster
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5.3.1
Darstellung von Bildserien aus Zeitrafferstudien mittels einer Farbkodierung
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5.3.2 Dynamik des Adhäsionsmusters von CHO-Zellen
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5.3.3 Dynamik des Adhäsionsmusters von L929-Fibroblasten
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5.3.4 Dynamik der Adhäsionsmuster von C2C12-und 3T3-Zellen
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5.4 Entstehung von Zellspuren
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5.4.1
Beobachtung des Entstehungsprinzips und Morphologie von Zellspuren
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5.4.2 Korrelation der Adhäsionsmuster mit der Morphologie der Zellspur
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5.4.3 Aktindynamik während der Entstehung von Zellspuren
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5.4.4 Beeinflussung der Morphologie von Zellspuren mittels einer modifizierten Oberfläche
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5.5 Beeinflussung von Zelladhäsion und Zellmigration mittels strukturierter Oberflächen
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5.6 Seltene Ereignisse im ventralen Aktinzytoskelett
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5.6.1
Entstehung von Aktinsternen aus Aktinakkumulation bei L929-Zellen
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5.6.2 Dynamik von Aktinsternen
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5.6.3 Aktinakkumulationen bei C2C12-Zellen
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6 Diskussion
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6.1
Aufbau des TIRF-Zeitraffer-Arbeitsplatzes
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6.2 Datenauswertung
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6.3 Untersuchung der Adhäsionsmuster und Migrationsformen
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6.3.1
Unterscheidung der Adhäsionsmuster
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6.3.2 Zusammenhang zwischen Adhäsionsmustern und Migrationsverhalten
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6.4 Entstehung von Zellspuren
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6.4.1
Entstehung der Verzweigungen in L929-Zellen
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6.4.2 Entstehung der parallelen Zellspuren in C2C12-und 3T3-Zellen
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6.5 Modifikation der Substratoberfläche
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6.5.1
Veränderung der Zellspurmorphologie bei beschichteten Substraten
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6.5.2 Einfluss topographisch strukturierter Oberflächen
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6.6 Bildung von Aktinsternen
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7 Ausblick
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8. Literatur
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Abkürzungsverzeichnis
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Danksagung
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Selbständigkeitserklärung
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Lebenslauf
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Publikationsliste
Tabellen
Bilder
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Abbildung
1
:
TIRF-mikroskopische Aufnahme einer Zellspur von L929
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Abbildung
2
:
Schematische Darstellung der technischen Nutzung von Zellspuren.
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Abbildung
3
:
Schematische Darstellung einer Zelle mit Zellspur. Der Verzweigungsgrad des „transitional Field“ ist von der Migrationsgeschwindigkeit abhängig (s. 3.4.3)
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Abbildung
4
:
Darstellung des Anregungsbereiches durch ein evaneszentes Feld bei der TIRF-Mikroskopie.
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Abbildung
5
:
Schematische Darstellung des evaneszenten Feldes, das sich bei Totalreflexion ausbildet.
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Abbildung
6
:
Strahlengang des TIRF-Aufbaus mit Laser- und Lampenanregung
-
Abbildung
7
:
IX-71-Mikroskop mit Inkubationskammer unter Verwendung der „nose piece stage“ (links). Präparat auf der „nose piece stage“ in der Vergrößerung (rechts)
-
Abbildung
8
:
Schematische Darstellung der einzelnen Prozessschritte bei der Strukturherstellung
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Abbildung
9
:
Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme einer Beispielstruktur, hier Titanwinkel.
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Abbildung
10
:
Migrationstrajektorien aus Zeitrafferaufnahmen im RC-Durchlichtverfahren der vier untersuchten Zelllinien. Der Beobachtungszeitraum betrug 60 Stunden, der Zeitabstand zwischen den Einzelbildern 10 Minuten. Die Trajektorien verfolgen jeweils den Wanderungsweg einer Zelle bis zur nächsten Zellteilung. A: CHO-Zellen wachsen in kleinen Gruppen und migrieren nicht. B: L929-Zellen migrieren über große Strecken und bleiben dabei vereinzelt. C: C2C12-Zellen legen kürzere Strecken zurück und tendieren zur Bildung kleiner Gruppen. D: 3T3-Zellen
migrieren ähnlich wie C2C12-Zellen. Die Zellen einer Gruppe bewegen sich gemeinsam.
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Abbildung
11
:
Vergleich des Adhäsionsmusters der untersuchten Zelllinien mittels TIRF-Mikroskopie und Korrelation des Musters mit dem filamentösen Aktin. Die Färbung erfolgte zytosolisch mit Calcein oder Vybrant CFDA SE. Aktin wurde mit Phalloidin-Alexa 546 gefärbt. L929-Fibroblasten wurden mit zweierlei Morphologien gefunden: nichtpolarisiert (A-C) und polarisiert (D-F). Das Adhäsionsmuster ist bei beiden Morphologieformen punktförmig. C2C12-, 3T3-und CHO-Zellen zeigen ein riefenförmiges Adhäsionsmuster (G-O). Das Adhäsionsmuster bei der Färbung mit Vybrant CFDA SE (B, E, H, K, N) ist ähnlich dem der Färbung mit Calcein (A, D, G, J, M). Die Aktinfärbung zeigt, dass das filamentöse Aktin für die Ausprägung des Adhäsionsmusters verantwortlich ist. C2C12- (I), 3T3- (L) und CHO-Zellen (O) haben lange, parallel angeordnete Aktinfasern. Bei den L929- Zellen sind im Aktinbild Punkte zu erkennen (C, F).
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Abbildung
12
:
Vergleich der sichtbaren Aktinstrukturen nach Anregung durch TIRF- oder Epifluoreszenzbeleuchtung (Falschfarbendarstellung im RGB-Raum). A, B: Bei C2C12-Muskelzellen ist zwischen TIRF- (A) und Epifluoreszenzanregung (B) kein Unterschied erkennbar. C: Überlagerung von A und B: Die Fasern erscheinen weiß. D-F: polarisierter L929-Fibroblast. Im Epifluoreszenzbild (E) sind zusätzlich zum TIRF-Bild (D) Aktinfasern zu erkennen, die sich von der Zellmitte zum Ende des Zellausläufers hin erstrecken. Die Überlagerung (F) zeigt, dass die Fasern (F, rot) die im evaneszenten Feld sichtbaren Aktinbereiche (F, weiß) verbinden.
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Abbildung
13
:
Schema zur Erklärung der eingesetzten Farbkodierung: A: Drei aufeinander folgende Grauwertbilder (t = -30 min, t = -15 min und t = 0 min) werden zu einem RGB-Bild übereinander gelegt. Dieser Vorgang wird mit allen Bildern einer Zeitserie wiederholt: b/g/r = 1/2/3, 2/3/4, ... n-2/n-1/n. B: schematische Zelle während der Migration in der Farbkodierung.
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Abbildung
14
:
Zeitrafferstudie der Adhäsionsmuster von CHO-Zellen nach Calceinfärbung mittels TIRF-Mikroskopie. Der Abstand zwischen den Grauwertbildern betrug 15 Minuten. Die Einzelbilder ergeben sich aus der RGB-Farbkodierung (s. Abbildung
13
). Stabile Bereiche erscheinen weiß, Änderungen in Farbe. Das Adhäsionsmuster von CHO-Epithelzellen ist über einen Zeitraum von mehreren Stunden stabil (weiß, A-D).
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Abbildung
15
:
Zeitrafferstudie des Adhäsionsmusters eines mit DsRed-transfizierten L929-Fibroblasten mittels TIRF-Mikroskopie. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Die Bildfolge zeigt die Dynamik der Zelle und ihres Adhäsionsmusters im Verlauf von 10 Stunden. Die Morphologie des Fibroblasten ändert sich von nichtpolarisiert (A, B), auf polarisiert (C) und die Zelle beginnt zu migrieren (D-F). Der gestrichelte Kreis markiert die Ursprungsposition der Zelle.
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Abbildung
16
:
Darstellung der stabilen Adhäsionspunkte des in Abbildung 15 gezeigten L929-Fibroblasten mittels einer modifizierten Farbkodierung
. Die Überlagerung wurde aus Bildern zu den Zeitpunkten t = -6 h, t = -3 h und t = 0 h (A, B) und t = -8 h, t = -4 h und t = 0 h (C) gemacht. Die weiß erscheinenden Adhäsionspunkte bleiben über den gesamten Beobachtungszeitraum erhalten.
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Abbildung
17
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Zeitrafferstudie des Adhäsionsmusters einer DsRed-transfizierten C2C12-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A: Typisches Adhäsionsmuster einer C2C12-Muskelzelle. Der dynamische Bereich der Zelle wird vergrößert dargestellt (A, rotes Quadrat). Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13).
Die Zelle bewegt sich in den ersten 3 Stunden vorwärts, (B-G) dreht dann um (H) und zieht den vorgeschobenen Teil wieder zurück (I-P). Auf Grund der Farbkodierung erscheint eine Protrusion rot und gelb und eine Retraktion der Zelle türkis und blau. Das Adhäsionsmuster bleibt bei diesen Prozessen stabil (weiße Färbung).
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Abbildung
18
:
Zeitrafferstudie eines typischen Adhäsionsmusters einer DsRed-transfizierten 3T3-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13) Die Zelle verkürzt sich entlang der Riefenrichtung (A-C) und wird deutlich breiter (A-E).
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Abbildung
19
:
Zeitrafferstudie des Adhäsionsmusters im Zellausläufer einer DsRed-transfizierten L929-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A: L929-Fibroblast in der typischen Migrationsmorphologie. Der Zellausläufer (A, rotes Quadrat) ist vergrößert dargestellt. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13).
Die Zelle bewegt sich zunächst auf der Stelle (B, C), beginnt zu wandern (D, E) und verlässt den Bildausschnitt. Dabei bleibt ein Teil der Adhäsionspunkte zurück (J-P).
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Abbildung
20
:
Darstellung der Entstehung der Zellspur aus dem Adhäsionsmuster des L929-Fibroblasten mittels der modifizierten Farbkodierung. Bilder A bis C stellen jeweils 6 Stunden dar (Farbkodierung: t = -6 h, t = -3 h und t = 0 h). D zeigt ein Zeitfenster von 16 Stunden (Farbkodierung: t = -16 h, t = -8 h und t = 0 h). Die ehemaligen Adhäsionspunkte bilden die Endpunkte der Zellspur.
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Abbildung
21
:
Übergang Zelle-Spur (A, C, E) und abgelegte Zellspur (B, D, F) der verschiedenen Zelllinien aufgenommen mittels Calcein TIRF-Mikroskopie. A, B: L929-Fibroblasten hinterlassen reich verzweigte Zellspuren mit Knotenpunkten. Das „near field“ ist punktförmig (Abbildung 15, D). C, D: C2C12-Muskelzellen hinterlassen parallele, kaum verzweigte Spuren, die in dem riefenförmigen Adhäsionsmuster der Zelle ihren Ausgangspunkt haben (C). E, F: Spuren von 3T3-Fibroblasten ähneln denen der C2C12-Zellen (C-F).
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Abbildung
22
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Zeitrafferstudie der Zellspurentstehung aus dem Adhäsionsmuster einer DsRed-transfizierten L929-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13).
Die Zelle adhäriert 4 Stunden an einer Stelle und fluktuiert (A-E). Dann beginnt sie zu migrieren und wandert nach oben aus dem Bildfeld (F-L). Währenddessen wird eine Zellspur zurückgelassen. Die Morphologie des „far field“ ist mit dem Adhäsionsmuster identisch (A und L). Ein charakteristischer Bereich wurde vergrößert dargestellt (A, roter Rahmen).
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Abbildung
23
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Vergleich der normierten Intensitätsänderung in Adhäsionspunkten und anschließenden bzw. benachbarten Linienelementen der in Abbildung
22
von einem L929-Fibroblasten hinterlassenen Zellspur. In Abbildung
23
A ist die Zuordnung der Graphen zu den einzelnen Adhäsionspunkten und Linienelementen aus den verschiedenen Bereichen der Zellspur gezeigt.
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Abbildung
24
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Zeitrafferstudie der Zellspurentstehung aus dem Adhäsionsmuster einer DsRed-transfizierten 3T3-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. Die Einzelbilder B-D ergeben sich aus einer modifizierten Farbkodierung (Bildabstand 3 Minuten). Damit zeigt ein Bild 6 Minuten Zeitintervall. Das Riefenmuster der Adhäsion ist der Ausgangspunkt für die Zellspuren, die als parallele Schläuche zurückgelassen werden, während die Zelle sich zurückzieht (B). Eine untransfizierte Zelle stört die Beobachtung (C, D).
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Abbildung
25
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Zeitrafferstudie der Zellspurentstehung aus dem Adhäsionsmuster einer DsRed-transfizierten C2C12-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle im Überblick. Der Retraktionsbereich der Zelle (A, rotes Quadrat) wird vergrößert dargestellt. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung
13
). Die Zelle besitzt ein riefenförmiges Adhäsionsmuster (A). Aus den Enden der Riefen entstehen die Zellspuren (B-F).
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Abbildung
26
:
Zeitrafferstudie der Zellspurentstehung einer Aktin-GFP-transfizierten C2C12-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle im Überblick. Der Retraktionsbereich der Zelle (A, rotes Quadrat) wird vergrößert dargestellt. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Die Aktinfasern verlaufen parallel entlang der Migrationsrichtung der Zelle (A). Während der Retraktion des Zellendes entsteht eine Zellspur (B-F).
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Abbildung
27
:
Einfluss der FN-Beschichtung auf die Adhäsionsmuster und die Spurmorphologie der Zellen nach Calceinfärbung detektiert mit TIRF-Mikroskopie. C2C12- und 3T3-Zellen zeigen auf Glas und FN das gleiche Adhäsionsmuster (C2C12: A, C; 3T3: E, G). Die Zellspurmorphologie ist unverändert (C2C12: B, D; 3T3: F, H). L929-Zellen zeigen im Gegensatz zur punktförmigen Adhäsion auf Glas (I) ein riefenförmigen Adhäsionsmuster auf FN (K). Die L929-Spur auf Glas ist reich verzweigt (J), die Zellspur auf FN besteht aus langen parallelen Schläuchen und ist weniger verzweigt (L).
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Abbildung
28
:
Einfluss der FN-Beschichtung auf die Anordnung des Aktinzytoskeletts in L929-Zellen. Das Aktinskelett wurde mit Phalloidin-Alexa 546 gefärbt und mittels TIRF-Mikroskopie analysiert. A: L929-Zelle auf Glas in Migrationsmorphologie. Aktinfasern aus der sternförmigen Anordnung in der Zellmitte führen in die Front. Der Zellausläufer erscheint punktförmig. Bei der Adhäsion auf FN ist das Aktinskelett in langen parallelen Fasern angeordnet (B). Die Form der Zelle ist quadratisch. Ansätze einer Zellspur sind als Verlängerung der Aktinfasern zu erkennen (B).
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Abbildung
29:Verhalten von adhärenten Zellen auf topographisch strukturierten (80 nm Gold auf Glas) Substraten nach 48 Stunden im Relief-Contrast-Durchlichtverfahren. A: L929-Zellen richten sich an Linien aus. B: C2C12-Zellen wandern gerichtet über Strukturfelder. C: L929-Zellen adhärieren bevorzugt auf Strukturfeldern und übernehmen die Form der Strukturfelder.
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Abbildung
30
:
Einfluss von topographisch strukturierten Oberflächen (A: 80 nm Titanwinkel auf Glas, B: 80 nm Goldstruktur auf Glas) auf das Zytoskelett nach 48 Stunden Adhäsion der Zellen. Detektion des F-Aktin (rot), der FAK (grün) und der Kerne (blau) mittels CLS-Mikroskopie. A: Das F-Aktin von C2C12-Zellen wird entlang der Winkel ausgerichtet. B: L929-Zellen richten sich um eine Radstruktur aus.
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Abbildung
31
:
Zeitrafferstudie einer Aktinstern-Entstehung in Aktin-GFP-transfizierten L929-Zellen mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle im Überblick. Das rote Quadrat markiert den Bereich, in dem sich die Aktinwolke ausbildet. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Die entstandene Aktinwolke kondensiert zu einem Stern (B-F). Vom Sternzentrum gehen in alle Richtungen Aktinfasern aus (E, F). Der beobachtete Stern wird anschließend wieder kleiner und verschwindet (G-L).
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Abbildung
32
:
Zeitrafferstudie einer Aktin-GFP-transfizierten L929-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle im Überblick. Das rote Rechteck markiert den interessanten Bereich, der vergrößert dargestellt wird. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Eine Wolke entsteht im Randbereich der Zelle und verschwindet wieder (B-D). Im Nachbarareal entsteht eine zweite Wolke (D, rot), die sich zusammenzieht und zu einem Stern mit 6 Fasern kondensiert (D-F). Die Länge der Fasern entspricht den Ausmaßen der ursprünglichen Wolke (F, weiße Kreise, gestrichelte Strahlen) Der fertige Stern wandert diagonal nach links oben (G-I Farbverlauf des Sternzentrums; D, G Versatz des Kreises). Die Fluoreszenzintensität wurde während des Prozesses in drei aufeinander folgenden Grauwertbildern gemessen (D-F, weiße Boxen).
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Diagramm
1
:
Verteilung der Aktinkonzentration als Funktion der Fluoreszenzintensität während der Kondensation (Abbildung 32, C-E weiße Boxen). Die Intensität im Zentrum der Wolke steigt auf das 3-fache an.
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Abbildung
33
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Zeitrafferstudie der Dynamik von Aktinsternen in Aktin-GFP-transfizierten L929-Zellen mittels TIRF-Mikroskopie. Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Ein Aktinstern (A, rotes Quadrat) wandert durch die Zelle (B-E). Die Position des Sterns ist mit einem roten Kreis markiert (B). Diagonal links oben in der Zelle entsteht ein zweiter Stern (C, schwarzer Kreis). Der erste Stern wandert auf den zweiten Stern zu und fusioniert mit diesem (E). Die gestrichelten Kreise markieren die Ursprungsposition des ersten Sterns (C-E). Der neue Stern ist nicht größer als die beiden Vorläufer (E). Vom Ursprungsort des ersten Sterns aus, haben sich entlang der Wegstrecke des Sterns durch die Zelle Aktinfasern angeordnet (E).
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Abbildung
34
:
Zeitrafferstudie einer Aktin-GFP-transfizierten C2C12-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle in der Übersicht. Das rote Quadrat markiert den vergrößerten Bereich, in dem mehrmals hinter einander Aktinwolken entstehen (B-H). Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Das Erscheinungsbild der Wolken ist granulär.
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Abbildung
35
:
Zeitrafferstudie einer Aktin-GFP-transfizierten C2C12-Zelle mittels TIRF-Mikroskopie. A zeigt die Zelle in der Übersicht. Das rote Rechteck markiert den vergrößerten Bereich, in dem mehrfach hintereinander ringförmige Aktinakkumulationen entstehen (B-E). Die Einzelbilder ergeben sich aus der Farbkodierung (s. Abbildung 13). Die Lebensdauer der Ringe liegt unterhalb von 15 Minuten.
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Abbildung
36
:
Maßstabsgetreue Darstellung des Aspektverhältnisses der Strukturen und der Steilheit der Kanten.
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DiML DTD Version 4.0 | Zertifizierter Dokumentenserver der Humboldt-Universität zu Berlin | HTML-Version erstellt am: 04.09.2007 |