Logo of Humboldt-Universität zu BerlinLogo of Humboldt-Universität zu Berlin
edoc-Server
Open-Access-Publikationsserver der Humboldt-Universität
de|en
Header image: facade of Humboldt-Universität zu Berlin
View Item 
  • edoc-Server Home
  • Qualifikationsarbeiten
  • Dissertationen
  • View Item
  • edoc-Server Home
  • Qualifikationsarbeiten
  • Dissertationen
  • View Item
JavaScript is disabled for your browser. Some features of this site may not work without it.
All of edoc-ServerCommunity & CollectionTitleAuthorSubjectThis CollectionTitleAuthorSubject
PublishLoginRegisterHelp
StatisticsView Usage Statistics
All of edoc-ServerCommunity & CollectionTitleAuthorSubjectThis CollectionTitleAuthorSubject
PublishLoginRegisterHelp
StatisticsView Usage Statistics
View Item 
  • edoc-Server Home
  • Qualifikationsarbeiten
  • Dissertationen
  • View Item
  • edoc-Server Home
  • Qualifikationsarbeiten
  • Dissertationen
  • View Item
2004-04-26Dissertation DOI: 10.18452/15100
Investigations on the rapid transbilayer movement of phospholipids in biogenic membranes
Kubelt, Janek
Mathematisch-Naturwissenschaftliche Fakultät I
In Bakterien werden Phospholipide auf der cytoplasmatischen Seite der Plasmamembran synthetisiert. Damit ein gleichmäßiges Wachstum und somit die Stabilität biogener Membranen, d.h. Membranen, an bzw. in denen Lipidsynthese stattfindet, gewährleistet ist, muss zumindestens die Hälfte neu synthetisierter Lipide auf die entgegengesetzte Membranhälfte gelangen. Aus früheren Untersuchungen ist bereits bekannt, dass dieser transversale Phospholipidaustausch, auch als Flip-Flop bezeichnet, sehr schnell, kopfgruppenunabhängig und möglicherweise proteinabhängig ist. Dennoch sind die genauen Mechanismen dieser Prozesse noch weitgehend unverstanden. Um die oben erwähnten grundlegenden Phospholipidtransportprozesse zwischen beiden Membranhälften genauer untersuchen zu können, wandten wir einen neuartigen, sogenannten stopped-flow BSA back-extraction Assay an. Mit Hilfe dieses Assays, waren wir in der Lage, die transversale Bewegung und die Verteilung von kurzkettigen, fluoreszenzmarkierten Phospholipidanaloga über beide Membranhälften in ex vivo-Membranen zu charakterisieren. Der stopped-flow BSA back-extraction Assay basiert auf der Technik der stopped-flow-Spektroskopie und der Tatsache, dass BSA in der Lage ist, kurzkettige, fluoreszenzmarkierte Lipidanaloga aus der äußeren Leaflet von (biologischen) Membranen zu extrahieren. Wir entschieden uns für invertierte Membranvesikel der Plasmamembran (IIMV) vom E.coli Wildtypstamm MG1655 als Untersuchungsobjekt, einerseits, weil diese Vesikel nur eine Membran besitzen und zum Anderen, weil IIMV sich sehr gut als Modell für den Flip-Flop von Phospholipiden nutzen lassen. Wir beobachteten, dass kurzkettige, fluoreszenzmarkierte Analoga der beiden am häufigsten in E.coli vorkommenden Phospholipide, Phosphatidylethanolamin (PE) und Phosphatidylglycerol (PG), sehr schnell, d.h. mit Halbwertzeiten von weniger als drei Minuten, über die Membran von IIMV verteilten. Weiterhin verhielten sich kurzkettige, fluoreszenzmarkierte Analoga von den E.coli-fremden Phospholipiden, Phosphatidylcholin (PC) und Phosphatidylserin (PS), ähnlich wie die Analoga von PE und PG. Überraschenderweise, fanden wir heraus, dass alle oben genannten Phospholipidanaloga im Gleichgewichtszustand nicht gleichmässig über beide Membranhälften verteilt waren. Inwiefern Proteine an dieser transversalen Bewegung der Phospholipidanaloga beteiligt sind, sollten Messungen des Flip-Flop von Analoga an unbehandelten und mit Proteinase K inkubierten Vesikeln zeigen, die aus einem Detergenzextrakt von IIMV rekonstituiert wurden. Zunächst konnten wir zeigen, dass die schnelle Bewegung der Phospholipidanaloga über die Membran von rekonstituierten, nicht mit Proteinase K behandelten Vesikeln (Proteoliposomen) erhalten blieb. Nach Inkubation mit Proteinase K wurde jedoch der Flip-Flop von PE- und PG-Analoga vollständig inhibiert. Untersuchungen an rekonstituierten Serien von Proteoliposomen mit ansteigendem bakteriellen Proteingehalt zeigten, dass in Proteoliposomen ohne bakterielle Proteine kein Flip-Flop stattfand und somit nur 50% der fluoreszenten Analoga extrahiert wurden. In Proteoliposomen, die bakterielle Proteine enthielten, stieg das Ausmass der Extrahierbarkeit der untersuchten Analoga mit steigendem Proteingehalt. Diese Daten zeigten sehr deutlich, dass die transversale Bewegung von Phospholipiden über die innere Membran von E.coli durch Proteine vermittelt wird. Schlussfolgernd aus unseren Analysen konnten wir zeigen, dass die transversale Bewegung von Phospholipidanaloga über die Membran von IIMV sehr schnell, proteinabhängig, bidirektional und kopfgruppenunbhängig ist. Zur Identifizierung der molekularen Grundlagen der proteinvermittelten, schnellen Transversalbewegung von Phospholipiden über IIMV-Membranen, nutzen wir Ionenaustauschchromatografie. Zur unserer Überraschung mussten wir feststellen, dass in keiner der rekonstituierten Fraktionen eine nennenswerte Anreicherung der Flippaseaktivität auftrat. Möglicherweise sind mehrere Proteine, mit unterschiedlichen Nettoladungen, oder aber auch Untereinheiten, die sich nicht durch Anionenaustauscher trennen liessen, am Flip-Flop von Phospholipiden beteiligt. Weitergehende Analysen mit anderen Proteinfraktionierungsmethoden sind notwendig, um den oder die Flippasekomplex(e) zu identifizieren.
 
In the plasma membrane of bacteria, phospholipids are synthesized on the cytoplasmic leaflet of the plasma membrane. To ensure balanced growth and thus, stability of biogenic membranes, half of the newly synthesized lipids must move to the opposing leaflet. It is known that this phospholipid transmembrane movement (flip-flop) is rapid, head-group independent and possibly protein mediated. However, the exact mechanism of this process remains elusive. To investigate these fundamental transbilayer phospholipid transport processes in biogenic membranes, a novel stopped-flow BSA back-exchange assay was utilized to characterize the transmembrane movement and transbilayer distribution of fluorescent labeled, short-chain phospholipid analogues in ex vivo membranes. This approach is based on stopped-flow fluorescence spectroscopy, and the fact that BSA is able to extract fluorescent labeled, short-chain phospholipid analogues from the outer leaflet of (bio)membranes. We chose isolated inverted inner membrane vesicles (IIMV) derived from E.coli wild type MG1655, both for their simple membrane organization and for their suitability as a simple model organism for phospholipid flip-flop. We observed that fluorescent-labeled, short-chain analogues of the major phospholipids in E.coli, phosphatidylethanolamine (PE) and phosphatidylglycerol (PG), rapidly redistributed across the IIMV bilayer with half-times of less than three minutes. Furthermore, fluorescent, short-chain phospholipid analogues of phosphatidylcholine (PC) and phosphatidylserine (PS), which are not naturally occurring phospholipids in E.coli membranes, behaved similar to the PE and PG analogues. To analyze the relevance of proteins for the transmembrane movement of fluorescent analogues, we measured flip-flop of phospholipid analogues in reconstituted and/or untreated and proteinase K treated vesicles generated from protein detergent extracts of IIMV. The amount of extractable fluorescent phospholipids analogues correlated with the amount of protein reconstituted into the proteoliposomes, strongly indicating, that protein concentrations below 100 µg/ml were not sufficient to equip every vesicle with proteins that facilitate the transmembrane movement of the fluorescent analogues. We found that the rapid transbilayer movement of phospholipid analogues across the membrane was maintained in untreated reconstituted vesicles. However, the flip-flop of fluorescent PG and PE analogues was eliminated in proteinase K treated vesicles. In conclusion, our analysis showed that the transmembrane movement of the phospholipid analogues across the membrane of IIMV was protein-mediated, very rapid, bi-directional and head-group independent. To identify the molecular basis of the protein-mediated, rapid transmembrane movement of phospholipids across IIMV membranes, we used ion exchange chromatography (IEC) to separate the IIMV proteins. To our surprise, we did not observe an enhanced flip-flop activity in any of the fractions, indicating that at least two proteins with possibly opposite net charges or several subunits, which were not separable by AEC, are involved. Further analysis using different protein separation techniques will be necessary to identify the putative flippase complex.
 
Files in this item
Thumbnail
Kubelt.pdf — Adobe PDF — 1.193 Mb
MD5: bdc012a2f2c95095804d7710409b2bb2
20786_html.zip — Unknown — 625.3 Kb
MD5: 325ea565db5d171e1598aac9b2b8c7df
20786_xml.zip — Unknown — 189.2 Kb
MD5: 8f722c169bf4a374ebe3187e0c8b6a84
Cite
BibTeX
EndNote
RIS
InCopyright
Details
DINI-Zertifikat 2019OpenAIRE validatedORCID Consortium
Imprint Policy Contact Data Privacy Statement
A service of University Library and Computer and Media Service
© Humboldt-Universität zu Berlin
 
DOI
10.18452/15100
Permanent URL
https://doi.org/10.18452/15100
HTML
<a href="https://doi.org/10.18452/15100">https://doi.org/10.18452/15100</a>